Virus Leucémogène Félin (FeLV)

Virus Leucémogène Félin (FeLV)

 Virémie transitoire

A l’issue de cette phase de réplication précoce, certains chats immunocompétents qualifiés de « regressor cats » sont capables d’éliminer complètement le virus : c’est l’infection abortive. En l’absence de réponse immunitaire adaptée, le virus infecte une petite quantité de lymphocytes et de monocytes circulants, ce qui donne lieu à une virémie transitoire
Durant cette phase de virémie initiale, l’antigène p27 est détectable dans le sang. Des manifestations cliniques frustes peuvent aussi être observées : abattement, hyperthermie ou adénomégalie (Hartmann 2012).

Extension aux autres tissus lymphoïdes

La virémie transitoire permet au FeLV d’infecter les organes cibles, en particulier le thymus, la rate, les nœuds lymphatiques périphériques et les glandes salivaires. Elle dure le plus souvent entre 3 et 6 semaines, le maximum admis pour parler de virémie transitoire étant 16 semaines post-infection (Hartmann 2012). Les chats infectés restent porteurs du virus et sources d’infection durant toute la phase de virémie transitoire. Dans la plupart des cas, la réponse immunitaire permet de mettre un terme à la virémie, avant que la moelle osseuse ne soit atteinte par le virus : on parle alors d’infection régressive.

A partir de trois semaines de persistance de la virémie, les cellules de la moelle osseuse peuvent être infectées par le FeLV. Une fois cette infection établie, l’élimination complète du virus dans l’organisme devient impossible. Toutefois, certains animaux parviennent à contrôler l’infection à ce stade : ils deviennent alors avirémiques, mais continuent d’abriter le virus dans les cellules-souches de la moelle osseuse. Ce type d’infection régressive est qualifié d’infection latente.
La majorité des chats infectés latents éliminent complètement l’ADN proviral 9 à 16 mois après l’infection. Après 30 mois, seuls un tiers des animaux demeurent infectés latents (Levy et al. 2008).
Infection par le FeLV.Les chats infectés régressifs (ou transitoires) ne sont pas dépistés par les tests de routine basés sur la détection d’antigènes. Ils développent une immunité forte contre le FeLV et sont ainsi protégés lors d’expositions ultérieures. Le risque de développer une maladie associée au FeLV (leucose féline) est faible chez ces individus, même si l’ADN proviral demeure détectable par PCR dans le sang (Flynn et al. 2002).Si l’infection régressive n’est pas associée à un risque de contamination, l’infection virale productive avec virémie peut être réactivée in vivo, spontanément suite à un stress ou en réponse à une suppression de l’immunité (Rojko et al. 1982). Cette réactivation peut ainsi être induite par l’administration de glucocorticoïdes à fortes doses ou par la sécrétion de progestérone lors de la gestation. La réactivation est d’autant plus facile que la phase de virémie est récente : elle devient peu probable un an après infection et très difficile après deux ans (Hartmann 2012).Dans de rares cas décrits par Pacitti (1986) et Hayes (1989), l’infection peut être contenue dans certains tissus tels que la rate, les nœuds lymphatiques, l’intestin grêle ou les glandes mammaires. Des cas de réplication locale atypique dans les glandes mammaires, la vessie et les yeux sont aussi décrits. On parle alors d’infection focale (Pacitti, Jarrett, Hay 1986; Hayes et al. 1989). Elle peut mener à une production intermittente de bas grade d’antigène p27, qui rend difficile le diagnostic par détection antigénique. L’infection focale des glandes mammaires peut être associée à une transmission du virus par le lait, même en l’absence d’antigénémie détectable par les tests.

Atteinte de la moelle osseuse et de l’épithélium intestinal

En l’absence de contrôle précoce de l’infection par le système immunitaire, elle s’étend depuis les tissus lymphoïdes jusqu’à la moelle osseuse et à l’épithélium des cryptes intestinales. Dans les stades précoces de l’infection, un tropisme du FeLV pour les cellules à division rapide est décrit (Rojko, Hoover, Mathes, Olsen, et al. 1979).

Etablissement de la virémie persistante

L’atteinte des précurseurs hématopoïétiques entraine la production de granulocytes et de plaquettes infectés qui se répandent dans la circulation générale, aboutissant à de forts taux de virus dans le sang : l’infection est dite progressive.
L’infection progressive est caractérisée par une insuffisance de la réponse immunitaire spécifique au FeLV : les niveaux d’anticorps neutralisants détectés chez les chats infectés progressifs sont particulièrement bas. La conséquence est une virémie qui se prolonge au-delà de 16 semaines, qualifiée de virémie persistante. Les chats infectés progressifs développent alors une leucose féline et la plupart meurent de troubles liés au FeLV dans les 3 années suivant l’infection (Hartmann 2012).

Colonisation des épithéliums muqueux et excrétion du virus

L’infection progressive s’accompagne de la colonisation des épithéliums muqueux et intestinaux, et ainsi de l’excrétion du virus en grande quantité notamment dans la salive (Rojko, Hoover, Mathes, Olsen, et al. 1979). Cette excrétion, ainsi que la virémie, persistent toute la vie de l’animal infecté et le FeLV continue sa réplication dans la moelle osseuse, la rate, les nœuds lymphatiques et les glandes salivaires.Les méthodes de prévention contre le FeLV visent à protéger les chats contre une infection progressive, à l’origine des troubles de l’hématopoïèse et de la dissémination du virus. Il apparaît donc capital de différencier ce mode d’évolution d’une infection régressive.Les deux types d’infections peuvent être distingués par des tests répétés de détection des antigènes viraux. Ces derniers sont mis en évidence chez la plupart des chats infectés durant les 2 à 3 semaines post-exposition. Une infection régressive sera associée à un test négatif deux à huit semaines plus tard, ou dans de rares cas, après quelques mois. A l’inverse, une infection progressive sera associée à plusieurs résultats positifs entre trois et quinze semaines.La détection de l’ADN proviral dans le sang a peu d’intérêt, puisque le provirus persiste à long terme dans les deux cas, comme montré sur la Figure 6. Toutefois, la quantification des taux d’ARN viral et d’ADN proviral dans les lymphocytes met en évidence une charge virale importante dont l’origine est la moelle osseuse dans l’infection progressive, alors que l’infection régressive est associée à une infection non productive, dans un petit nombre de lymphocytes.Si l’infection progressive n’est pas différenciable de l’infection régressive dans la période d’infection aigue, la quantification de la charge virale est fortement associée à l’évolution clinique après la deuxième semaine post-exposition : les chats infectés de manière persistante présentent des taux d’ADN proviral et d’ARN viral significativement supérieurs à ceux dont l’infection est contenue (Hofmann-Lehmann et al. 2006). Cette orientation vers l’une de ces évolutions semble conditionnée par la présence de leucocytes spécifiques, plutôt que par la charge virale globale en début d’infection (Pepin et al. 2007).

Table des matières

Introduction
1 Leucose féline et vaccination
1.1 Présentation du Virus Leucémogène Félin (FeLV)
1.1.1 Caractéristiques du virus
1.1.1.1 Morphologie
1.1.1.1 Structure génétique
1.1.1.2 Réplication
1.1.2 Epidémiologie
1.1.2.1 Populations infectées
1.1.2.2 Transmission
1.1.3 Evolution du virus dans l’organisme
1.1.3.1 Réplication locale
1.1.3.2 Virémie transitoire
1.1.3.1 Extension aux autres tissus lymphoïdes
1.1.3.2 Atteinte de la moelle osseuse et de l’épithélium intestinal
1.1.3.3 Etablissement de la virémie persistante
1.1.3.4 Colonisation des épithéliums muqueux et excrétion du virus
1.1.4 Réponse immunitaire au FeLV
1.1.4.1 Réponse immunitaire à médiation humorale
1.1.4.2 Réponse immunitaire à médiation cellulaire
1.1.4.3 Action immunosuppressive du virus
1.1.4.4 Protection vaccinale
1.1.5 Particularités de la physiopathologie de l’infection
1.1.5.1 Maladies associées à l’infection persistante
1.1.5.2 Diversité des souches
1.1.5.3 Variabilité de réponse en fonction de l’âge
1.2 Vaccins contre la leucose disponibles en 2015
1.2.1 Offre vaccinale en France
1.2.1.1 Inactivés
1.2.1.2 Recombinants
1.2.2 Protocoles vaccinaux : recommandations
2 Evaluation de l’efficacité des vaccins Leucose
2.1 Définition de l’efficacité vaccinale
2.2 Comparaison des études d’efficacité pour les vaccins actuels
2.2.1 Animaux étudiés
2.2.1.1 Nombre
2.2.1.2 Origine des animaux
2.2.1.3 Age des animaux
2.2.2 Modalités de l’épreuve virulente
2.2.2.1 Mode d’inoculation
2.2.2.2 Immunosuppression
2.2.2.3 Souche utilisée
2.2.3 Paramètres évalués pour mettre en évidence l’infection
2.2.3.1 Echantillons prélevés
2.2.3.2 Méthodes de détection du virus et de la réponse immunitaire
2.2.4 Résultats obtenus
2.2.4.1 Effet du vaccin sur la virémie persistante
2.2.4.2 Effet du vaccin sur la virémie transitoire
2.2.4.3 Réponse immunitaire à médiation humorale
2.2.4.4 Données de la biologie moléculaire
2.2.4.5 Détection d’une infection latente
2.3 Paramètres influençant l’évaluation de la réponse vaccinale
2.3.1 Durée des études et âge des animaux étudiés
2.3.2 Infections intercurrentes
2.3.3 Taux de FeLV endogène chez les animaux
2.3.4 Fréquence d’échantillonnage
2.3.5 Conditions de l’épreuve virulente
2.3.5.1 Variant utilisé
2.3.5.2 Voie d’inoculation
2.3.5.3 Immunosuppression
3 Discussion : détermination des critères d’efficacité pour les vaccins Leucose
3.1 Variabilité de l’efficacité constatée en fonction des études
3.2 Pertinence des critères d’efficacité utilisés
3.2.1 Critères ne permettant pas l’évaluation de l’efficacité vaccinale
3.2.1.1 Détection d’une virémie transitoire
3.2.1.2 Observation de signes cliniques non spécifiques
3.2.1.3 Infections concomitantes
3.2.1.4 Présence d’anticorps dirigés contre le FeLV
3.2.1.5 Anticorps anti-FOCMA
3.2.2 Critères pertinents à inclure dans les études d’efficacité
3.2.2.1 Détection de l’antigène p27
3.2.2.2 Détection du virus infectieux par isolement sur culture cellulaire
3.2.2.3 Quantification des acides nucléiques du FeLV
3.2.2.4 Déclenchement d’affections associées au FeLV
3.2.3 Evaluation de la protection contre l’infection latente
Conclusion

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