Soutenance mémoire
Mémoire de master valorisation de la biodiversité végétale
PREPARATION DES EXTRAITS POUR LE CRIBLAGE PHYTOCHIMIQUE
Placer 50 g de plante séchée, broyée dans un ballon rodé de 500 ml. Rajouter 200 ml de méthanol 80% (méthanol/eau V/V).Porter le ballon dans un bain-marie bouillant pendant 1heure. Refroidir sous courant d’eau le contenu du ballon et filtrer sur Büchner. Laver le ballon avec 50 ml de méthanol 80% et réunir les solutions alcooliques.
Mesurer le volume de la solution et calculer l’équivalent de plante par ml d’extrait alcoolique cette solution a servi à la réalisation des diverstests phytochimiques (257,5ml).
PREPARATION DES EXTRAITS POUR LE TEST DE CYTOTOXICITE
10 g de plante séchée et broyée ont été macérée sous agitation dans de l’hexane (Hex), du dichlorométhane (DCM), de l’acétate d’éthyle(AcEt) et du méthanol (MeOH) durant toute la nuit à température ambiante. Après filtration, le solvant a été éliminé par évaporation sous vide aumoyen d’un rotavapor. Le résidu végétal est récupéré dans un tube à hémolyse en verre,séché à 45° C dans un‘‘Speed-vac concentrator’’ (S AVANT), pesé,codé et gardé à 4° C (réfrigérateur).
CRIBLAGES PHYTOCHIMIQUES
Le criblage phytochimique constitue la première étape de l’étude chimique d’une plante. Il s’agit de faire l’inventaire des diverses grandes classes des composés chimiques contenus dans la plante telles que : les alcaloïdes, les flavonoïdes et les leucoanthocyanes, les tanins et les polyphénols, les quinones, les stéroïdes et terpénoïdes, les saponosides et les polysaccharides.
PREPARATION DES REACTIFS
a. Réactif de Dragendorff Solution A : 1,7 g de sous-nitrate de bismuth, 20g d’acide tartrique, à dissoudre dans 30 ml d’eau. Solution B : 16 g d’iodure de potassium à dissoudre dans 40 ml d’eau. Révélateur : Mélanger extemporanément 2,5 ml de la solution A et 2,5 ml de la solution B. Ajouter 10 g d’acide tartrique dissout dans 50 ml d’eau.
b. Réactif de Wagner Dissoudre 2 g d’iodure de potassium et 1,27 g d’iode dans 100 ml d’eau.
c. Réactif de Meyer Dissoudre 1,35 g de chlorure mercurique (II) dans 94ml d’eau. Rajouter 5g
d’iodure de potassium. Après dissolution complète, ramener à 100 ml le volume total avec de l’eau.
d. Gélatine Mettre 1g de gélatine en suspension dans 100 ml d’eau.
e. Chlorure de sodium à 10% Dissoudre 10 g de chlorure de sodium dans 100 ml d’eau.
f. Gélatine salée Mélanger un volume de la solution de gélatine à un volume égal de la solution de chlorure de sodium à 10%.
g. Acide chlorhydrique à 5% Verser 95 ml d’eau distillée dans une éprouvette et compléter à 100 ml avec de l’acide chlorhydrique à 32%.
h. Réactif de KEDDE Dissoudre 2g d’acide 3.5-dinitrobenzoïque dans 100 ml de méthanol (solution A). Dissoudre 5,6 g de potasse dans 100 ml d’eau (solution B). Au moment de l’emploi, mélanger à volume égal les solutions A et B.
i. Réactif de KELLER-KILLIANI Dissoudre 10g de chlorure ferrique dans 100 ml d’eau Au moment de l’emploi, mélanger 0,3 ml de la solution de chlorure ferrique dans 50 ml d’acide acétique glacial. Prélever 3 ml du mélange pour le test KELLER.
j. Chlorure ferrique à 10% dans le méthanol Dissoudre 1g de chlorure ferrique dans 10ml de méthanol en agitant et en chauffant au bain-marie jusqu’à dissolution complète.
CRIBLAGE DES ALCALOÏDES
Le criblage est effectué en 2 étapes : macération et test préliminaire.
Macération chlorhydrique
Prendre environ 5 g de poudre de plante. Faire macérer dans HCl 12% à 2 N pendant 15 mn.
Filtrer éventuellement sur coton.
Repartir le filtrat dans 4 tubes à essais.
Ajouter un peu de HCl si nécessaire pour avoir une solution lipide.
• Tube 1 : Témoin
• Tube 2 : Ajouter 5 gouttes de Réactif de Wagner
• Tube 3 : Ajouter 5 gouttes de Réactif de Mayer
• Tube 4 : Ajouter 5 gouttes de Réactif de Dragendorf.
Observer l’apparition de précipité.
Test préliminaire
A partir de la solution hydroalcoolique précédemment préparée, Prendre un volume équivalent à 25 g de plante (soit 257.5 ml de la solution alcoolique) et placer dans un cristallisoir. Evaporer l’alcool jusqu’à l’obtention d’un résidu de consistance sirupeuse. Ajouter 10 ml de HCl 2N et agiter à l’aide d’une baguette de verre tout en chauffant dans un bain-marie bouillant pendant 3 à 5 mn. Refroidir le mélange jusqu’à température ambiante, puis rajouter 0,5 g de NaCl. Agiter, filtrer et laver le précipité avec un volume suffisant de HCl 2N. Repartir le filtrat dans 4 tubes et refaire les tests comme précédemment.
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Table des matières
INTRODUCTION
Partie I : PRESENTATION DES MILIEUX D’ETUDE
A. SITUATION GEOGRAPHIQUE
1. MILIEUX PHYSIQUES
2. MILIEUX BIOTIQUES
Partie II : MATERIELS ET METHODES
II. 1. MATERIELS
II.1.1 POSITION SYSTEMATIQUE
II.1.2. CHOIX DE L’ESPECE A ETUDIER
II.1.3. COLLECTE ET IDENTIFICATION DES PLANTES MEDICINALES
II. 2 METHODES D’ETUDE
II.2.1. ETUDE CARTOGRAPHIQUE
II.2.2. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
II.2.3. ETUDES ETHNOBOTANIQUES
A. CHOIX ET LOCALISATION DES LIEUX D’ETUDE
B. ENQUETES ETHNOBOTANIQUES
C. CATEGORIES D’INFORMATEURS
D. PREPARATION DES EXTRAITS VEGETAUX
E. ETUDES CHIMIQUES
F. ETUDES PHARMACOLOGIQUES
1. ETUDE DE L’ACTIVITE ANTI-PALUDIQUE
2. ETUDES DE L’ACTIVITE ANTI-HISTAMINIQUE
3. ETUDE DE L’ACTIVITE CYTOTOXIQUE
Partie III : RESULTATS
I. ENQUETES ETHNOBOTANIQUES
1. LISTE FLORISTIQUE DES PLANTES MEDICINALES DANS LES SITES D’ETUDES
2. MODE D’UTILISATION TRADITIONNELLE
II. ETUDES CHIMIQUES
A. CRIBLAGES PHYTOCHIMIQUES
B. ACTIVITE ANTIOXYDANTE
III. ETUDES PHARMACOLOGIQUES
A. ACTIVITE ANTIPALUDIQUE
B. ACTIVITE ANTIHISTAMINIQUE
C. ACTIVITE CYTOTOXIQUE
PARTIE IV : DISCUSSION
PARTIE V : CONCLUSION ET PERSPECTIVES
PARTIE VI : REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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