Trypanosomose des animaux domestiques

Classification

La famille des Trypanosomatidaeappartient au sous règne des Protozoa, à l’embranchement des Sarcomastigophora, à la classe des Zoomastigophoraet à l’ordre des Kinetoplastida. Le genre Trypanosoma est l’un des principaux représentants de cette famille subdivisée en deux sections : Stercoraria et Salivaria. (Hoare, 1972) (fig. 3).
Les trypanosomes de la section des Salivaria(pour la plupart pathogènes du bétail) ont une évolution antérograde, c’est à dire qu’ils accomplissent leur cycle évolutif dans les portions antérieures du tube digestif (intestinmoyen, proboscis et glandes salivaires) de leurs vecteurs. Leur transmissionse fait cycliquement par inoculation avec la salive lors de la piqûre par les glossines. Par contre les trypanosomes de la section des Stercoraria ont une évolution postérograde. Leur cycle évolutif s’effectue dans les portions postérieures de l’intestin du vecteur où seretrouvent les épimastigotes et les métatrypanosomes infestants. Par conséquent, leur transmission se fait par contamination par les souillures fécales et parfois cycliquement par les Tabanidae. A l’exception du trypanosome américain responsable de la maladie de Chagas (T. cruzi), les trypanosomes de la section des Stercorariasont en majorité peu ou non pathogènes, en particulier pour le bétail, c’est le cas du sous genre Megatrypanum(T. theileri) qui interfère très souvent dans le diagnostic des trypanosomes.

Principaux trypanosomes pathogènes du bétail en Afrique

La trypanosomose est une maladie dont l’étiologie est souvent complexe, du fait qu’elle est causée par plusieurs espèces de trypanosomes appartenant à la section desSalivaria. En Afrique au sud du Sahara, les parasites fréquemment rencontrés sont ceux des sous genres Nannomonaspour T. congolenseet T. simiae, Duttonellapour T. vivax,Trypanozoonpour T. brucei, T. evansi, T. equiperdumet du sous genre PycnomonaspourT. suis.

Sous genre Nannomonas(Hoare, 1964)

Trypanosoma(Nannomonas) congolense (Broden, 1904)

Trypanosoma congolenseest l’agent principal de la Nagana, par sa fréquence, sa pathogénicité et ses conséquences sur la productivité (Sidibé, 1996). IL est présent de façon endémique dans toute lazone de répartition des glossines confinées en Afrique (Moolo et al., 1999). Ce parasite a été découvert par Broden en 1904 dans du sang de mouton et d’âne à Léopolville en République Démocratique du Congo. T. congolense est un petit trypanosome monomorphe et sans flagelle libre dans le sang des hôtes mammifères. Les outils de la biologie moléculaire ont permis de distinguer différents types de T. congolense(Majiwa et al., 1985), il s’agit du type « savane » rencontré dans les régions sèches d’Afrique del’ouest et de l’est ; le type « forêt »rencontré dans les régions humides ou forestières ; le type « kilifi » (Kenya et Ouganda) et le type « tsavo » isolé au Kenya. La pathogénicité de ces parasites est variable selon l’espèce, voire le groupe de trypanosome rencontré (Bengaly, 2003)

Trypanosoma(Nannomonas) simiae(Bruce, 1912)

Isolé pour la première fois chez un singe au Nyassaland en 1912 par Bruce (Hoare, 1972) T. simiaea une morphologie proche de T. congolense, mais est pléomorphe. C’est le parasite spécifique aux Suidae, avec une pathogénicité trèsélevée pour le porc chez lequel la maladie est fatale en général. Le dromadaire est aussi très sensible à ce parasite.

Sous genre Duttonella (Chalmers, 1918) : Trypanosoma vivax

Trypanosoma vivaxfut pour la première fois décrit en Afrique par Ziemann en 1905, chez une chèvre au Cameroun. Ilest de taille moyenne et est reconnu en Afrique comme étant le plus virulent des trypanosomes pathogènes du bovin (Itard, 2000). Trypanosoma vivax est largement répandu en Afrique tropicale,dans toute l’aire de répartition des glossines. Il peut être transmis cycliquement et mécaniquement par les glossines et mécaniquement par d’autres insectes piqueurs comme les tabanidés, les stomoxes (Solano et al., 1997 ; Desquesnes et al., 2005). Chez les bovins, il est à l’origine d’une infestation asymptomatique ou chronique, aiguë ou suraiguë.

Trypanosoma(Trypanozoon) evansi (Steel, 1885 ; Balbiani, 1888)

Trypanosoma evansiest le premier trypanosome pathogène à être découvert chez les équidés et les camélidés. Il est responsable chez ces espèces d’une maladie dénommée « surra ». Il possède la plus large distribution géographique de tous les trypanosomes pathogènes (Oumanwara et al., 1999). T. evansiest uniquement transmis mécaniquement par des insectes piqueurs (taons le plus souvent, stomoxes…) autres que les glossines.
Ceci serait du à l’absence de maxicercles au niveau de l’ADN kinétoplastique de T. evansi et qui le rend incapable de se développer cycliquement chez un insecte vecteur (Ventura et al., 1997).

Trypanosoma(Trypanozoon) equiperdum(Doflein, 1901)

T. equiperdumest naturellement un parasite des équidés, principalement des chevaux.
Il est à l’origine d’une maladie vénérienne appelée la dourine. Cette maladie existe depuis plusieurs centaines d’années en Afrique du nord qui constitue vraisemblablement son berceau d’origine (Itard, 2000). La dourine est la seule affection à trypanosome à être transmise directement (par le coït) d’un équidé malade à un équidé sain, sans intervention d’un insecte vecteur.

Sous genre Pycnomonas(Hoare, 1964) : Trypanosoma suis

Ce sous genre ne comprend qu’une seule espèce qui est Trypanosoma(Pycnomonas) suis. Il n’a été signalé jusqu’à présent que chez les Suidaedomestiques et sauvages et uniquement en Afrique tropicale de l’est (Tanzanieet Burundi) (Itard, 2000). Chez le porc domestique, T. suisprovoque une infestation chronique chez l’adulte, et une infestation aiguë chez le jeune. Il est transmis par les glossines et son cycle de transmission est tout à fait comparable à celui de T. brucei.

Cycle évolutif

Chez la glossine

La contamination des glossines se fait lors d’un repas sanguin sur un hôte infesté, repas au cours duquel les glossines absorbent des formes trypomastigotes courtes. Ces dernières subissent des transformations et des réplications au niveau de l’appareil digestif de la mouche, pour donner des formes allongées (trypomastigotes procycliques). Si l’on prend l’exemple de T. brucei, celles ci subissent à leur tourdes transformations en perdant notamment leur membrane de glycoprotéine. Elles migrent par la suite vers les glandes salivaires de la mouche par un mécanisme qui n’est pas encore très bien connu. A ce niveau les trypomastigotes procycliques se fixent sur les parois du labre par leur flagelle, et se transforment en épimastigotes. Ensuite les épimastigotes se transforment à leur tour en trypomastigotes métacycliques avec l’apparition du manteau antigénique de nature glycoprotéique. Ces formes infestantes matures se détachent des cellules épithéliales salivaires et restent dans la salive par laquelle elles seront transmises à l’hôte lors duprochain repas sanguin. (fig. 7)
Chez la glossine, la durée et le siège du cycle évolutif sont variables d’un trypanosome à l’autre.
►Dans le cas de T. congolense, la durée du cycle est en moyenne de 12 à 14 jours, il commence au niveau de l’intestin moyen de la mouche pour finir au niveau des pièces buccales (trompe puis hypopharynx).
►Chez T. vivax, le cycle dure 5 à 13 jours, il se déroule essentiellement au niveau du proboscis. La méthode d’identification actuelle de T. vivaxchez une glossine repose sur la mise en évidence d’une infestation uniquement localisée au niveau du proboscis. Il a été toutefois mis en évidence la présence de ce parasite dans le proboscis, mais aussi dans l’intestin de glossine par Nyeko et al.(1990). Moolo et Gray (1989)ont également observé T. vivaxdans la région œsophagienne des glossines. Par conséquent le diagnostic parasitologique d’espèce par localisation des trypanosomes n’est pas un diagnostic de certitude (CIRDES, 2001).
►Le cycle de T. bruceiest le plus complexe et sa durée est relativement longue, elle varie de 20 jours à 1 mois. Une fois ingérées, les formes trypomastigotes se retrouvent dans l’intestin moyen, puis le cycle de développement continue au niveau de la trompe, del’hypopharynx et s’achève dans les glandes salivaires. On retrouve alors, dans les glandes salivaires, les métatrypanosomes ou trypomastigotes métacycliques qui restent dans lasalive, jusqu’au repas sanguin infestant l’hôte.

Chez l’hôte mammifère

Les trypanosomes pathogènes africains sont transmis par la salive des vecteurs, d’où leur appartenance au groupe des Salivaria. Lors du repas sanguin, la glossine injecte à l’hôte des formes métacycliques présentes dans ses pièces buccales. Les trypomastigotes métacycliques se multiplient au point d’inoculation pendant plusieurs jours. Ils sont par cette action, à l’origine d’uneréaction inflammatoire appelée chancre d’inoculation. Puis, les trypanosomes migrent vers le ganglion de drainage en empruntant la voie lymphatique avant d’être dans la circulation générale.
La période prépatente varie de 1 à 3 semaines. Cette durée est fonction de l’espèce et de la souche de trypanosome, du nombre de trypanosomes injectés et de certaines conditions favorisantes comme l’état immunitaire de l’hôte (Clausen et al., 1993). Dans le cas de la trypanosomose, la parasitémie évolue chez l’animal infesté par « vagues ».

Vecteurs et modes de transmission

Les trypanosomoses, à l’exception dela dourine, sont des maladies à transmission vectorielle. Leur transmission se fait soit cycliquement par lebiais d’un vecteur cyclique (les glossines), soit mécaniquement par l’intervention d’un insecte hématophage.

Vecteurs à transmission mécanique

Les vecteurs les plus fréquemment incriminés sont des tabanidés et des stomoxyinés, plus rarement des hippoboscidés. Cette transmission mécanique est surtout connue pour T. vivax et T. evansiqui se retrouvent parfois dans les zones situées hors de l’aire de répartition des glossines (Itard, 2000 ; Desquesnes et Dia, 2003). La transmission a lieu à la faveur d’un repas interrompu sur un hôte infesté et achevé dans les instants qui suivent sur un hôte non infesté. Le parasite ne peut survivre chez ce vecteur qu’un temps très court (quelques secondes à quelques minutes), il est donc nécessaire que l’intervalle entre ces deux repas soit le plus bref possible (Desquesnes et Dia, 2004).

Tabanidés (taons)

Les tabanidés appartiennent à l’ordre des diptères. A la différence des glossines, seules les femelles des taons sont hématophages. Ils constituent une famille très importante, tant du point de vue numérique (plus de 4000 espèces connues) que du point de vue médical et vétérinaire (Itard, 2000). Ils mesurent entre 5 et25 mm de long et sont de couleur variable selon le genre. Il existede très nombreuses espèces de tabanidés qui ont été classées en trois sous familles (Pangoniinae, Chrysopsinaeet Tabaninae) divisées en tribus, genres et sous genres. Les genres Tabanus, Chrysops, Atylotuset Hematopota sont les 4 principaux ayant un intérêt vétérinaire (Itard, 1981). Les taons ont une répartition mondiale. Ils assurentla transmission mécanique de T. evansiet de T. vivaxet sont aussi responsables de la transmission cyclique de T theileri(Desquesnes et al., 2005). L’importance économique et médicale résulted’une part de la quantité de sang prélevé par piqûre et de la considérable diminution du temps de pâture provoquée par leur harcèlement et d’autre part de la transmission d’agents pathogènes (trypanosomes, et autres comme certains arbovirus,bactéries, helminthes, etc.)

Stomoxyinés

Ce sont des diptères, ayant l’aspect de la mouche domestique, mais dont les pièces buccales sont adaptées à la piqûre. Comme les glossines, les deux sexes sont hématophages. Ils mesurent entre 3 et 10 mm de longueur. La plupart des stomoxyinés sont particulièrement abondants dans les régions chaudes ethumides soudano-sahéliennes.
Ils constituent une sous famille dont les principaux genres sont : les Stomoxys, Haematobiaet Haematobosca. En Afrique subsaharienne, ils assurent le relais de la transmission de la trypanosomose (T. evansi et T. vivax en particulier) et d’autres pathologies comme l’habronémose, la fièvre charbonneuse, la dermatophilose, etc.

Hippoboscidés

Appartenant également à l’ordre des diptères, les hippoboscidés sont des parasites externes, hématophages dans les deux sexes. Ils sont caractérisés morphologiquement par un corps élargi dorso- ventralement, un tégumentépais et élastique, des pattes étalées avec des épines fortes. Melophagus ovinus(parasite des ovins, permanent en régions tempérées) et Hippobosca equi(parasite des équidés) sontles représentants connus de cette famille. Les hippoboscidés sont relativement peu impliqués dans la transmission mécanique de la trypanosomose (Itard, 2000). Ils peuvent par ailleurs provoquer une forte irritation chez leur hôte en casd’abondance et comme tous les insectes hématophages, ils peuvent aussi transmettre des agents pathogènes.

Vecteurs à transmission cyclique : les glossines

Les glossines ou mouches tsé-tsé sont des insectes hématophages (mâle et femelle), appartenant à l’ordre des diptères, à la famille des Muscidés, à lasous famille des Glossininaeet à l’unique genre Glossina. Ils vivent exclusivement dans la zone intertropicale africaine notamment entre le 15°N et le 30°S de latitude (Itard, 2000). (Fig. 20 8). Les glossines occupent une superficie d’environ 10 millions de Km² et affectent plus de 37 pays (OIE, 2000). Leur morphologie générale est celle des mouches. Elles diffèrent cependant de la plupart des autres Muscidés par l’adaptation de leurs pièces buccales à la piqûre. Une mouche tsé-tsé mesure entre 6 et16 mm de longueur, en excluant la trompe (proboscis) et en général le mâle est pluspetit que la femelle. Ces mouches sont de couleur variable : du marron au jaunâtre jusqu’au gris, mais jamais métallique (Itard, 2000).
Les glossines rencontrées en Afrique occidentale appartiennent aux 3 grands groupes connus qui sont :
• le sous genre Austenina(groupe Fusca) (Towsend, 1921), ce sont des glossines de grande taille (11 à 16 mm). Les espèces de ce groupe ont une importance économique mineure, car ils ont une répartition généralement en dehors des zones à vocation pastorale ;
• le sous genre Nemorhina(groupe Palpalis) (Robineau-Desvoidy, 1830) qui regroupe les glossines de taille moyenne (8 à 11 mm) ou petite (6 à 8 mm). Elles vivent dans les végétations situées à proximité des points d’eau. Elles sont également connues sous le nom de tsé-tsé riveraines ;
• le sous genre Glossina s. str. (groupe Morsitans) (Zempt, 1935), les espèces de ce groupe sont de taille moyenne (8 à 11 mm) et fréquentent préférentiellement les régions de savanes d’où leur nom de tsé-tsé des savanes. Ces glossines jouent un rôle important dans la transmission des trypanosomoses animales.
Les glossines se comportent comme devéritables hôtes intermédiaires et revêtent de ce fait une importance capitale dans l’épidémiologie des trypanosomoses en Afrique. Elles assurent exclusivement la transmission des trypanosomes typiquement africains. Le degré d’infection au sein d’une population deglossines varie en fonction de plusieurs facteurs : les espèces de trypanosomes et de glossines en présence, le nombre de repas, l’âge et le sexe des glossines en présence et la saison (Itard, 1981). En Afrique de l’ouest, les glossines du sous genre Nemorhina(palpalis) sont les plus impliquées dans la transmission de T. vivaxcomparativement aux infestations à T. brucei gambiense. Par contre, T. congolenseest le plus souvent transmis par les glossines des savanes (sous genre Glossina s. str.). Ces relations entre les trypanosomeset les glossines témoignent de l’existence d’une différence de capacité vectorielle (nombre de nouvelles infestations qu’un insecte peut disséminer quotidiennement chez un hôte).
Mis à part la transmission cyclique et mécanique, il existe d’autres modes de transmission dont l’importance est variable selon les conditions épidémiologiques et la présence ou l’abondance des différents types de vecteurs. On peut ainsi avoir une transmission par les mouches suceuses, une transmission iatrogène par piqûre et une transmission in utero ou congénitale. La transmission vénérienne est le principal mode de transmission de T. equiperdum. Quant à la transmission oro-digestive, elle concerne principalement les trypanosomes du genre Trypanozoon.

Table des matières

Introduction
Première partie : Etude bibliographique
Chapitre I : Caractères généraux des trypanosomes du bétail en Afrique
Introduction
Première partie : Etude bibliographique
Chapitre I : Caractères généraux des trypanosomes du bétail en Afrique
1. Les Trypanosomatidae
1-1. Morphologie
1-2. Structure et physiologie
1-3. Classification
2. Les principaux trypanosomes pathogènes du bétail en Afrique
2-1. Sous genre Nannomonas
2-1-1. Trypanosoma(Nannomonas) congolense
2-1-2. Trypanosoma(Nannomonas) simiae
2-2. Sous genre Duttonella :Trypanosoma vivax
2-3. Sous genre Trypanozoon
2-3-1. Trypanosoma (Trypanozoon)brucei
2-3-2. Trypanosoma(Trypanozoon) evansi
2-3-3. Trypanosoma(Trypanozoon) equiperdum
2-4. Sous genre Pycnomonas: Trypanosoma suis
3. Cycle évolutif
3-1. Chez la glossine
3-2. Chez l’hôte mammifère
4. Les vecteurs et modes de transmission
4-1. Les vecteurs à transmission mécanique
4-1-1. Les tabanidés
4-1-2. Les Stomoxyinés
4-1-3. Les hippoboscidés
4-2. Les vecteurs à transmission cyclique : Les glossines
5. Pathogénie
6. Le génome des trypanosomes
6-1. L’ADN nucléaire
6-2. L’ADN kinétoplastique (ADNk)
7. Propriétés antigéniques
7-1. Les antigènes invariants
7-2. Les antigènes variables de surface
7-3. Variation antigénique
Chapitre II : Trypanosomose des animaux domestiques
1. Importance
2. Etude clinique
2-1. Symptômes
2-2. Lésions
3. Epidémiologie
4. Diagnostic
4-1. Diagnostic sur le terrain
4-1-1. Diagnostic épidémiologique
4-1-2. Diagnostic clinique et diagnostic différentiel
4-2. Diagnostic au laboratoire
4-2-1. Diagnostic chez l’hôte mammifère
4-2-1-1. Méthodes directes
4-2-1-1-1. Méthodes parasitologiques
4-2-1-1-1-1. Examens microscopiques directs
4-2-1-1-1-2. Examens microscopiques après concentration
4-2-1-1-1-3. Inoculation à des animaux de laboratoire
4-2-1-1-2. Méthodes moléculaires
4-2-1-1-2-1. Rappel sur la structure de l’ADN
4-2-1-1-2-2. Technique d’hybridation moléculaire
4-2-1-1-2-3. L’amplification en chaîne par polymérase ou PCR
4-2-1-1-2-3-1. Définition, principe etréalisation
4-2-1-1-2-3-2. Autre techniques de PCR
4-2-1-1-2-3-3. Principales propriétés de la PCR
4-2-1-1-2-3-3-1. Sensibilité et spécificité
4-2-1-1-2-3-3-2. Avantages et champsd’application
4-2-1-1-2-3-3-3. Limites
4-2-1-2. Méthodes indirectes ouséro-immunologiques
4-2-1-2-1. Test d’agglutination
4-2-1-2-2. Réaction de fixation ducomplément
4-2-1-2-3. Test d’Immunofluorescence indirecte (IFI)
4-2-1-2-4. Test ELISA
4-2-2. Diagnostic chez le vecteur
4-2-2-1. Chez les insectes hématophages vecteurs mécaniques
4-2-2-2. Chez les glossines
5. Moyens de lutte
5-1. Chimiothérapie et chimioprophylaxie
5-1-1. Chimiothérapie
5-1-2. Chimioprophyalxie
5-2. Lutte antivectorielle
5-3. Lutte génétique par gestion des troupeaux
Deuxième partie : Etude expérimentale
Chapitre I : Présentation du cadre d’étude
Chapitre II : Matériel et méthodes
1. Matériel
1-1. Matériel de laboratoire
1-2. Matériel biologique
1-2-1. Les souchesde trypanosomes témoins (ADN purifiés)
1-2-2. Les échantillons de terrain
1-2-2-1. Les couches de globules blancs du sang des bovins (buffy coats)
1-2-2-2. Les organes de mouche
1-2-2-3. Le fragment cible (les ITS des trypanosomes)
1-3. Réactifs et solutions de travail
1-3-1. Pour la PCR directe
1-3-1-1. Les nucléotides (dNTP)
1-3-1-2. Les oligonucléotides (amorces)
1-3-1-3. Le tampon de la PCR
1-3-1-4. La Taq polymérase
1-3-1-5. Le Diméthylsulfoxyde(DMSO)
1-3-2. Pour la révélation par ELISA
1-3-2-1. Les dNTP et Digoxigénine
1-3-2-2. Les anticorps anti-digoxigénine conjugués à la peroxydase
1-3-2-3. Les sondes marquées à la biotine et solution d’hybridation
1-3-2-4. La streptavidine
1-3-2-5. La solution de lavage ettampon de blocage
2. Méthodes
2-1. Préparation des échantillons
2-1-1. Les échantillons d’ADN purifiés
2-1-2. Traitement au chelex® des échantillons de terrain
2-2. Principe de la PCR
2-3. Protocole de PCR classique
2-3-1. Réalisation du mélange réactionnel
2-3-2. Programme d’amplification
2-3-3. Electrophorèse et visualisation des produits PCR
2-4. Protocole de PCR-ITS avec les amorces Tryp 4R et Tryp 4S
2-4-1. Réalisation du mélange réactionnel
2-4-2. Programme d’amplification
2-4-3. Electrophorèse, visualisation et interprétation des produits PCR
2-5. PCR-ELISA
2-5-1. Principe et méthodes
2-5-2. Protocole de PCR-ELISA
2-5-2-1. Réalisation du mélange réactionnel
2-5-2-2. Programme d’amplification
2-5-2-3. Détection des produits PCR sur gel d’agarose
2-5-2-4. Révélation des produits d’amplification par ELISA
2-5-3. Choix des sondes
2-5-4. Evaluation des sondes
2-5-5. Optimisation de latechnique
Chapitre III : Résultats et discussion
1. Résultas
1-1. Méthodes parasitologiques
1-2. PCR classique
1-2-1. Les échantillons sanguinsde bovins
1-2-2. Les organes de mouche
1-3. PCR-ITS
1-3-1. Les échantillons sanguinsde bovins
1-3-2. Les organes de mouche
1-4. Analyse comparative des résultatsPCR classique / PCR-ITS
1-4-1. Cas d’infections à Trypanosoma vivax
1-4-1-1. Buffy coats de bovins
1-4-1-2. Organes de mouche
1-4-2. Cas d’infections au genre Nannomonas(Trypanosoma congolense)
1-4-2-1. Buffy coat de bovins
1-4-2-2. Organes de mouche
1-4-3. Cas d’infections au genre Trypanozoon(T. brucei)
1-5. PCR ELISA
1-5-1. Résultats del’évaluation des sondes
1-5-1-1. Sur des ADN purifiés
1-5-1-2. Sur des échantillons deterrain
2. Discussion
2-1. Evaluation comparative PCR-ITS / PCR classique
2-1-1. Sensibilité
2-1-2. Spécificité
2-2. Spécificité et sensibilité des sondes nucléiques pour la PCR-ELISA
2-2-1. Spécificité
2-2-2. Sensibilité
2-3. Etude de coût
2-4. Avantages de la PCR directe et dela PCR-ELISA sur les ITS
Conclusion et recommandations
Références bibliographiques
Annexes

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