Soutenance mémoire
Transmission et notion de faciès épidémiologique
Un faciès est un ensemble de régions où les conditions climatiques imposent un certain mode de transmission qui se traduit par un certain niveau d’endémie de la parasitose et une incidence particulière de ses manifestations cliniques modulées par l’acquisition d’une immunité. À l’intérieur de chaque faciès, des facteurs naturels ou anthropiques apportent des variations limitées dans l’espace. Trois principaux faciès épidémiologiques ont été identifiés en Afrique Sub-saharienne : faciès équatorial, tropical et sahélien (Mouchet et al., 1993). À l’intérieur de chacun d’eux, des particularités géographiques ou des interventions de l’homme créent des situations particulières où l’expression de la maladie présente des caractéristiques différentes de celles du faciès dominant. Le paludisme est stable dans les faciès Equatorial et Tropical et instable dans les faciès urbain, montagnard, lagunaire, subdésertique et désertique. (Mouchet et al., 1993).
Cycle évolutif de P. falciparum
Le cycle du Plasmodium sp. comporte une phase sexuée qui se déroule chez l’insecte vecteur, l’anophèle femelle et une phase asexuée observée chez l’hôte intermédiaire vertébré . L’homme est infecté lors d’une piqûre par un anophèle femelle, qui lui injecte le parasite sous forme de sporozoïtes. Ceux-ci passent dans la circulation sanguine et migre vers le foie. Ils pénètrent dans les hépatocytes où ils donnent naissance, en quelques jours, à des dizaines de milliers de nouveaux parasites : les mérozoïtes.
La cellule hépatique éclate en libérant ces parasites dans le sang. Les mérozoïtes pénètrent dans les érythrocytes et s’y multiplient. Les globules rouges éclatent et les mérozoites ainsi libérés vont infecter de nouvelles cellules. En parallèle, des cellules sexuées mâles et femelles, les gamétocytes se forment dans le sang du sujet infecté.
Cycle chez l’anophèle
La sporogonie ou multiplication sexuée
Lors d’un repas sanguin sur un individu infecté, l’anophèle femelle ingère des gamétocytes, à potentiel sexuel mâle et femelle. Ceux-ci parviennent dans l’estomac du moustique et se transforment en gamètes. Le gamète mâle subit un processus d’ex-flagellation, générant ainsi huit gamètes mâles haploïdes. La fécondation d’un gamète femelle aboutit à un zygote qui se transforme en ookinète diploïde. Ce dernier traverse activement la paroi stomacale du moustique et forme à la surface externe de cette paroi, un oocyste. Cet oocyste, après maturation se rompt et libère plusieurs milliers de sporozoïtes qui gagnent préférentiellement les glandes salivaires du moustique d’où ils pourront être injectés avec la salive lors d’une piqûre infestante. Chez le moustique, l’ensemble de ce cycle se déroule en 10 à 40 jours, suivant la température extérieure et les espèces en cause.
Cycle chez l’Homme
La schizogonie ou multiplication asexuée
-Phase exo-érythrocytaire
Au cours de la piqûre, l’anophèle femelle infecté injecte dans un capillaire lymphatique des sporozoïtes. Il est à noter que moins de 20 % des piqûres de moustiques contenant des sporozoïtes dans leurs glandes salivaires sont responsables d’infections en zone d’endémie (Pull & Grab, 1974 ; Rickman et al., 1990). Les sporozoïtes transitent dans la circulation générale et en quelques minutes, ils envahissent les hépatocytes grâce à une interaction spécifique entre la protéine majeure de surface du sporozoïtes, Circumsporozoite Protein (CSP), et un récepteur spécifique situé sur la membrane plasmique de l’hépatocyte du côté de l’espace de Disse, espace directement en contact avec le sang circulant (Cerami et al., 1992). Le sporozoïte entre alors dans une phase de réplication, au sein de la vacuole parasitophore, et de prolifération intracellulaire qui repousse en périphérie le noyau de la cellule et finit par constituer une masse multinucléée appelée schizonte qui conduit à la libération de plusieurs dizaines de milliers de mérozoïtes dans la circulation. Cette phase de multiplication est asymptomatique et dure de 8 à 15 jours selon les espèces.
-Phase intra-érythrocytaire
Seule cette phase sanguine est responsable des symptômes qui peuvent être d’intensité variable. Les mérozoïtes libérés lors de la rupture de l’hépatocyte vont débuter le cycle sanguin asexué de prolifération de P. falciparum en infectant les érythrocytes. Le mérozoïte pénètre grâce à un processus parasitaire actif et se différencie au sein de la vacuole parasitophore en anneau, puis en trophozoïte, stade à partir duquel une intense phase de réplication commence. Il donne alors naissance au schizonte qui libère 8 à 32 mérozoïtes. Ces derniers réinfectent rapidement des érythrocytes sains. L’ensemble de ce cycle dure 48 heures chez P. falciparum. L’apparition des gamétocytes a lieu en général la deuxième semaine qui suit l’infection et ces formes peuvent persister plusieurs semaines après la guérison. À la suite d’une nouvelle piqûre par un anophèle, les gamétocytes mâles et femelles sont ingérés avec le repas sanguin.
Diversité parasitaire de P. falciparum : mécanismes et méthode de mise en évidence
Les études d’épidémiologie moléculaire ainsi que de nombreux travaux de laboratoire sur P. falciparum ont mis en évidence le polymorphisme parasitaire remarquable de cette espèce, dont il faut tenir compte dans l’étude des relations hôte/parasite. De nombreux antigènes parasitaires sont polymorphes. Trois éléments majeurs contribuent à la diversité des populations parasitaires: à savoir le polymorphisme allélique, la variation antigénique et la recombinaison sexuée.
Le polymorphisme allélique
La diversité antigénique de P. falciparum est le reflet d’un polymorphisme allélique important. Par conséquent, le polymorphisme génétique est défini comme étant la présence dans une population d’au moins deux variantes alléliques d’un locus explorable par analyse de l’ADN (Schibler et al., 2000). Les polymorphismes génétiques correspondent à des variations de séquences nucléotidiques d’un locus donné entre des individus d’une même espèce. Ces variations constituent la base moléculaire de la diversité phénotypique intra-spécifique des individus. Plusieurs études et techniques ont permis de mettre en évidence le polymorphisme allélique, que ce soit par RFLP (Restriction Fragment Lengh Polymorphism ou polymorphisme de la longueur des fragments de restriction) ou par typage génétique d’isolats de zone d’endémie palustre par PCR ainsi que le séquençage de plusieurs allèles de certains gènes comme MSP-1 et MSP-2. Le parasite est sous forme haploïde tout au long de son cycle chez l’Homme. Cette haploïdie permet au parasite une sélection aisée des mutants, une plasticité importante et une adaptation parasitaire facilitée. L’analyse des iso-enzymes ainsi que celle des résistances aux antipaludiques ont permis aux études de polymorphisme de mettre en évidence la grande diversité des populations de P. falcipaum (Kemp et al., 1990). Le développement des réactifs immunologiques polyclonaux et monoclonaux a permis de préciser l’étendue de la diversité antigénique de nombreux composants parasitaires (Mcbride et al., 1982 ; 1985 ; Hommel et al., 1983 ; Marsh & Howard, 1986 ; Forsyth et al., 1989 ; Southwell et al., 1989 ; Aguiar et al., 1992 ; Iqbad et al., 1993).
Les mérozoïtes, en entrant dans le globule rouge, expriment des antigènes à sa surface très variables comme PfEMP1. Certaines parties des antigènes variables de la surface du mérozoÏte (MSP) ou produits par le jeune trophozoïte en anneau (RESA), sont conservées dans la plupart des souches de Plasmodium. Ces peptides ont été retenus pour préparer un vaccin ayant pour but de bloquer le cycle érythrocytaire.
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Table des matières
A. INTRODUCTION
CHAPITRE I GENERALITES
I. Historique
II. Classification des plasmodiums
III. Agents pathogènes
IV. Les vecteurs du paludisme
V. Répartition mondiale du paludisme
VI. Facteurs favorisants la transmission
VII. Transmission et notion de faciès épidémiologique
VIII. Cycle évolutif de P. falciparum
1. Cycle chez l’anophèle
2. Cycle chez l’homme
IX. Diversité parasitaire de P. falciparum : mécanismes et méthode de mise en évidence
1. Polymorphisme allélique
a) MSP-1 (merozoite surface protein 1)
b) MSP-2 (merozoite surface protein 2)
2. Variation antigénique
3. Recombinaison sexuée
X. Symptomatologie du paludisme
1. Accès palustre simple
2. Accès palustre compliqué
3. Paludisme viscéral évolutif
4. Accès de reviviscence
XI. Diagnostic biologique
1. Diagnostic direct
1.1. Goutte épaisse
1.2. Frottis sanguin
1.3. Quantitative Buffy Coat (QBC)
1.4. PCR
1.4.1. Principe de la PCR
1.4.2. Composantes de la PCR
1.4.2.1. ADN
1.4.2.2. ADN polymérase
1.4.2.3. Amorces
1.4.2.4. Nucléotides
1.4.2.5. Tampon
1.4.3. Cycles d’amplification
1.4.3.1. Dénaturation
1.4.3.2. Hybridation
1.4.3.3. Elongation
1. 5. Utilisation de la sonde à ADN
2. Diagnostic indirect
2.1. Immunofluorescence indirecte
2.2. Hémagglutination indirecte
2.3. Test Elisa
2.4. Les tests rapides de diagnostic
2.4.1. Le test de détection de l’Histidin Rich Protein 2 : HRP2
2.4.2. Le test de détection de la lactico déshydrogènase plasmodiale
XII. Protection
XIII. Lutte antipaludique
1. Lutte antivectorielle
2. Chimioprophylaxie ou chimiothérapie
3. Traitement préventif intermittent (TPI)
CHAPITRE II GENERALITES SUR LE NIGER
1. Présentation physique du Niger
2. Climat
3. Hydrologie
4. Population
5. Economie
6. Situation de l’endémie palustre au Niger
6.1. Ampleur du paludisme au Niger
6 .2. Faciès épidémiologiques du paludisme au Niger
6 .3. Parasite
6. 4. Vecteurs
6. 5. Chloroquinorésistance
6. 6. Lutte antipaludique
6. 7. Traitement
CHAPITRE III : MÉTHOLOGIE GÉNÉRALE
I. Zones d’étude
1. Communauté urbaine de Niamey
2. Village de Banizoumbou
3. Zone de Gaya
4. Zone de Tahoua
II. Étude de la diversité parasitaire
III. Extraction de l’ADN des isolats de P. falciparum
IV. PCR primaire
V. PCR secondaire ou Nested-PCR
VI. Détection et analyse des produits de PCR
1. L’électrophorèse
2. Révélation des produits de PCR
3. Séquençage automatique
VII. Analyse statistique
CHAPITRE IV : RÉSULTATS
A. POLYMORPHISME ALLELIQUE EN FONCTION DU STATUT CLINIQUE
1. Problématique
2. Matériel et méthodes
3. Extraction d’ADN génomique
4. Amplification génique des gènes MSP-1 et MSP-2
5. Analyse statistique
Résultats
1. Caractéristiques de la population d’étude
2. Diversité allélique
3. Distribution des familles alléliques selon le profil clinique
4. Distribution individuelle des allèles
4.1. Famille allélique K1
4.2. Famille allélique MAD20
4.3. Famille allélique RO33
4.4. Famille allélique 3D7
4.5. Famille allélique FC27
5. Diversité allélique chez les enfants atteints de paludisme grave
6. Distribution des familles alléliques selon l’entité clinique de paludisme grave
7. Distribution individuelle des allèles selon les entités cliniques du paludisme grave
7.1. Famille allélique K1
7.2. Famille allélique MAD20
7.3. Famille allélique RO33
7.4. Famille allélique 3D7
7.5. Famille allélique FC27
8. Diversité allélique et résistance médicamenteuse
8.1. Résistance génétique à la chloroquine et diversité allélique des isolats parasitaires
8.2. Résistance génétique à l’association sulfadoxine-pyriméthamine et diversité allélique des isolats parasitaires
8.3. Distribution des familles alléliques de MSP-1
8.4. Distribution des familles alléliques de MSP-2
8.5. Distribution individuelle des allèles de MSP-1
8.5.1. Famille allélique K1
8.5.2. Famille allélique MAD20
8.5.3. Famille allélique RO33
8.6. Distribution individuelle des allèles de MSP-2
8.6.1. Famille allélique 3D7
8.6.2. Famille allélique FC27
9. Complexité des infections (MOI)
B. POLYMORPHISME EN FONCTION DES SAISONS ET DES CONDITIONS DE TRANSMISSION
1. Introduction
2. Matériel et méthodes
2.1. Populations d’étude
2.2. Extraction d’ADN plasmodiale
2.3. Génotypage
2.4. Analyse statistique
3. Résultats
3.1. Caractéristiques de la population
3.2. Diversité allélique
3.3. Distribution des familles alléliques à Banizoumbou
3.3.1. Variations annuelles
3.3.2. Variations saisonnières
3.4. Distribution des familles alléliques selon le site
3.5. Distribution individuelle des allèles à Banizoumbou
3.5.1. Variation annuelles .
3.5.1.1. Famille allélique K1
3.5.1.2. Famille allélique MAD20
3.5.1.3. Famille allélique RO33
3.5.1.4. Familles alléliques 3D7 et FC27
3.5.2. Variations saisonnières
3.5.2.1. Famille allélique K1
3.5.2.2. Famille allélique MAD20
3.5.2.3. Famille allélique RO33
3.5.2.4. Famille allélique 3D7
3.5.2.5. Famille allélique FC27
3.6. Polyclonalité des infections à Banizoumbou
3.6.1. Variations annuelles
3.6.2. Variations saisonnières
3.6.3. Polyclonalité selon le site
3.7. Clonalité selon les classes d’âge à Banizoumbou
3.7.1. Variations annuelles
3.7.2. Variations saisonnières
3.8. Complexité des infections
3.8.1. Variations annuelles
3.8.2. Variations saisonnières
CHAPITRE V : DISCUSSION GENERALE
CONCLUSION GENERALE
