TRANSMISSIBILITE DE LA TREMBLANTE

TRANSMISSIBILITE DE LA TREMBLANTE

Les récepteurs et cibles cellulaires du Maedi-Visna 

La nature précise des récepteurs du MVV, mais également du CAEV, n’est pas encore clairement connue. Des anticorps dirigés contre une protéine de 50 kDa présente à la surface des cellules de plexus choroïde ovines empêchent l’infection de ces cellules par le MVV (Crane et al., 1991). Jolly et al. (1989) ont montré l’entrée du MVV dans les macrophages par l’intermédiaire du récepteur pour le fragment Fc des immunoglobulines. L’infection des cellules de membrane synoviale de chèvre par le CAEV est bloquée par la pré-incubation de ces cellules avec la glycoprotéine de surface gp135. On peut supposer que l’infection de ces cellules met en jeu une interaction entre la gp135 et un/ou plusieurs récepteurs cellulaires (Hullinger et al., 1993). L’équipe de Hotzel (2001) a réalisé des mutants du virus CAEV exprimant des glycoprotéines de différentes souches de Maedi-Visna et montré qu’en fonction de l’origine de la souche de Visna utilisée, l’infection par ce virus recombinant n’était pas toujours limitée à l’infection des cellules de petits ruminants. La capacité du MVV à se répliquer dans une large gamme de cellules suggère qu’il utilise soit une molécule très commune, soit différents récepteurs. Plus récemment, l’équipe de J.E. Clements (Bruett et al., 2000 ; Barber et al., 2000) a identifié un récepteur cellulaire du virus Maedi-Visna. La première étude réalisée par Bruett et al. (2000), a mis en évidence un complexe protéique constitué de deux protéines majeures de 30 et 45 Kda. Cette protéine de 30 kDa est un protéoglycane portant un groupement GAG (chondroitin sulfate glycosaminoglycan) associé à la membrane cellulaire. La présence d’un inhibiteur de l’addition du groupement GAG sur le protéoglycane réduit de manière significative l’infection des cellules de plexus choroïde par le MVV. Une seconde étude (Barber et al., 2000) a permis d’identifier la structure de la protéine de 45 kDa. Il s’agit d’une sérine-thréonine kinase présente dans les cellules susceptibles d’être infectées par le MVV. La protéine de 45 Kda associée à une autre protéine de 56 Kda est mise en évidence dans des cellules infectées et capables de produire de nouvelles particules virales.
Cette protéine de 56 Kda pourrait être le substrat de la sérine thréonine kinase qui aurait un rôle auxiliaire dans la réplication virale.
Les cellules cibles du virus Maedi-Visna et du CAEV sont essentiellement les cellules de la lignée monocytes / macrophages. Au début de la maladie, seuls quelques monocytes et pro-monocytes issus de la moelle osseuse sont infectés avec une réplication limitée : le virus réside alors sous la forme d’ADN proviral. Lors de la maturation et de la différenciation des monocytes en macrophages, l’augmentation du nombre de récepteurs viraux et la production de certains facteurs cellulaires stimulent la transcription virale ce qui augmente la sensibilité à l’infection (Clements et al., 1994). Mais d’autres populations cellulaires peuvent également être la cible des lentivirus. Certaines cellules du système nerveux central sont infectées par le MVV : les cellules épithéliales, les fibroblastes des plexus choroïdes, les astrocytes et les oligodendrocytes. S’il est clairement établi aujourd’hui que la principale cible du lentivirus ovin est bien la lignée monocytaire, il est reconnu que d’autres cellules peuvent également être infectées in vivo, comme des lymphocytes. Le pourcentage de lymphocytes infectés reste malgré tout assez faible et la réplication virale au sein de ces cellules semble non productive (Zinck et Johnson, 1994).

Le cycle lentiviral 

Le cycle lentiviral a surtout été étudié dans le cas du HIV-1. In vitro, le cycle de réplication du virus Maedi-Visna a principalement été observé sur cellules de plexus choroïde de mouton.
L’interaction entre le virion et le récepteur cellulaire entraîne un changement de conformation de la glycoprotéine de surface, suivi de sa coupure protéolytique et du démasquage du domaine de fusion situé à l’extrémité amino-terminale de la protéine membranaire. Après fixation de la glycoprotéine gp135 sur le récepteur cellulaire et la fusion des lipides viraux et cellulaires, la capside est éjectée dans le cytoplasme de la cellule puis dégradée, permettant la libération de l’ARN viral. La transcriptase inverse présente dans la capside virale va synthétiser un brin d’ADN complémentaire du génome viral, avec formation d’un hybride ARN-ADN ; le brin d’ARN sera éliminé grâce à l’activité RNase H de la transcriptase réverse.
Le brin d’ADN sera dupliqué en ADN bicaténaire dans le cytoplasme. L’ADN bicaténaire migre dans le noyau où il s’intègre à l’ADN cellulaire grâce à l’endonucléase virale ou intégrase. Les lentivirus, à la différence des autres rétrovirus, peuvent s’intégrer dans une cellule qui n’est pas en division. A partir de l’ADN proviral et à la faveur d’une activation par des facteurs extérieurs ou physiologiques, la transcription débutera. Il y a d’une part formation d’ARNm non épissés (ARN génomique) codant pour les protéines gag, pol et env, qui seront encapsidés, et d’autre part formation d’ARNm épissés qui permettront la synthèse des protéines régulatrices et des protéines de structure. Après assemblage des protéines de capside et encapsidation des deux ARNs génomiques et des nucléoprotéines, les virions sont alors libérés par bourgeonnement à la surface de la cellule infectée.

Table des matières

Remerciements
Table des matières
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
PREMIERE PARTIE : INTRODUCTION : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. LA TREMBLANTE, ARCHETYPE DES MALADIES A PRION 
A. CARACTERES CLINIQUES ET LESIONNELS 
1. Tableau clinique
a. Animaux atteints
b. Evolution
c. Symptômes
2. Lésions
a. Lésions macroscopiques
b. Lésions microscopiques
B. TRANSMISSIBILITE DE LA TREMBLANTE
1. Transmission horizontale
2. La possibilité d’une transmission verticale ?
C. LE PRION : UN AGENT TRANSMISSIBLE NON CONVENTIONNEL 
1. La théorie d’un virus
2. La théorie d’un virino
3. La théorie de la protéine prion ou du « tout protéique »
4. Les limites du concept prion
5. Morphologie de l’agent
6. Le gène PRP
7. La PrPc
8. PrPSc ou PrPres : la protéine anormale
9. Propriétés physico-chimiques de cet ATNC
D. PATHOGENESE DE LA TREMBLANTE 
1. La phase de lympho-invasion
2. La phase de neuro-invasion
3. Génétique de la tremblante chez les ovins
4. Lutte génétique contre la tremblante
II. LE MAEDI-VISNA 
A. ETIOLOGIE
1. Structure des particules lentivirales
2. Organisation génomique du virus Maedi-Visna : (Pépin et al., 1998)
3. Les protéines du Maedi-Visna et leurs rôles
4. Les récepteurs et cibles cellulaires du Maedi-Visna
5. Le cycle lentiviral
6. Propriétés biologiques
7. Propriétés physico-chimiques
B. PHYSIOPATHOGENIE GENERALE 
1. Contamination des animaux
2. Phase quiescente
3. Apparition des lésions
C. SYMPTOMES ET LESIONS DE L’INFECTION PAR LE MVV DANS LA MAMELLE 
1. Lésions macroscopiques et microscopiques
2. Conséquences cliniques
III. TREMBLANTE ET MAEDI : LA QUESTION DU PRION DANS LA MAMELLE DES BREBIS .
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE 
I. MATERIEL ET METHODES 
A. SELECTION DES CAS DE L’ETUDE
B. TECHNIQUES HISTOLOGIQUES
1. Technique histologique conventionnelle
2. Technique immunohistochimique
3. PET-Blot (Paraffin Embedded Tissue Blot)
C. DETECTION DE LA PrPSc PAR METHODES BIOCHIMIQUES
1. Méthode ELISA
2. Méthode Western-Blot
D. VERIFICATION DU STATUT MAEDI-VISNA PAR PCR 
II. RESULTATS 
A. STATUT DES BREBIS VIS-A-VIS DE LA TREMBLANTE
B. STATUT DES BREBIS VIS-A-VIS DU VIRUS MAEDI-VISNA
C. DETECTION DE LA PrPSc DANS LA MAMELLE
III. DISCUSSION
A. PRESENCE DE LA PROTEINE PRION ANORMALE (PrPSc) DANS LE TISSU MAMMAIRE
B. ROLE DE LA CO-INFECTION PRION / VIRUS MAEDI-VISNA 
C. IMPORTANCE DE LA GENETIQUE DANS LA DISSEMINATION DU PRION DANS LE TISSU MAMMAIRE 
D. INFECTIOSITE DU LAIT ET DU COLOSTRUM
E. ROLE DU LAIT ET DU COLOSTRUM DANS LA TRANSMISSION DE LA TREMBLANTE 
F. INFECTIOSITE DU LAIT ET DU COLOSTRUM DANS LES AUTRES ENCEPHALOPATHIES SPONGIFORMES TRANSMISSIBLES 
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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