Test de dépistage d’anticorps anti-VIH-1

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Origine du VIH

Origine du VIH-1

Les premiers chimpanzés décrits comme infectés par des virus, SIVcpzGAB1 et -GAB2, proches du VIH-1 ont été observés au Gabon en 1989, chez deux animaux de la sous-espèce Pan troglodytes troglodytes [126]. Un troisième SIVcpz (SIVcpzANT), infectant un chimpanzé de la République Démocratique du Congo, appartenant à la sous-espèce Pan troglodytes schweinfurthii, révéla une très grande diversité génétique parmi les SIVcpz [125,69].
Des études ultérieures d’analyses phylogénétiques, incluant d’autres séquences de SIVcpz, ont montré que les chimpanzés P. t. troglodytes d’Afrique Équatoriale de l’Ouest et les P. t. schweinfurthii en Afrique Équatoriale de l’Est étaient chacun infectés par un SIVcpz spécifique à ces sous-espèces, respectivement SIVcpzPtt et SIVcpzPts [46,108].
Ces analyses montraient aussi que les SIVcpzPtt étaient les virus les plus proches du VIH-1, suggérant déjà que les chimpanzés d’Afrique Équatoriale de l’Ouest étaient la source du VIH-1 (figure 1).
Cependant, afin de mieux documenter et comprendre où, comment et combien de fois les SIV de chimpanzés avaient été transmis à l’Homme, il était nécessaire d’étudier un nombre plus important de chimpanzés vivant dans la nature. En 2002, des techniques permettant de détecter des anticorps et de l’ARN viral dans les fèces ont été mises au point [142]. Plus de 6 000 échantillons fécaux de chimpanzés ont été collectés dans de nombreuses régions d’Afrique, couvrant les aires géographiques des quatre sous-espèces de chimpanzés. Ces études ont confirmé que seules les deux sous-espèces (P. t. troglodytes et P. t. schwenfurthii) vivant en Afrique Centrale étaient infectées par SIVcpz, chacun par des SIVcpz spécifiques des sous-espèces [70, 166,83].
Ces études à grande échelle ont donc permis d’identifier les réservoirs des virus humains pandémiques (VIH-1 M) et non pandémiques (VIH-1 N) chez les chimpanzés sauvages de la sous-espèce P. t. troglodytes. Les souches virales ancêtres du VIH-1 M appartiennent à une lignée de SIVcpzPtt qui persiste chez des groupes de chimpanzés sauvages, vivant dans l’extrême Sud-Est du Cameroun et le VIH-1 groupe N a pour origine une autre lignée de SIVcpzPtt infectant des animaux du centre du Cameroun (figure 1) [70,159].
Plus de 4 000 échantillons de fèces de gorilles ont été collectés et analysés pour détecter la présence de SIV. Ainsi, il a été démontré que les gorilles de la sous espèce G. g. gorilla vivant au Cameroun étaient infectés par un SIV [107]. Sur l’ensemble de leur génome, les SIVgor sont très proches du VIH-1 groupes O et P [151]. Néanmoins, les SIVgor caractérisés à ce jour ne sont pas les ancêtres directs du VIH-1 O retrouvé chez l’Homme, étant donnée la distance génétique relativement importante entre ces deux lignées virales. En revanche, le réservoir du VIH-1 groupe P a été identifié dans une population de gorilles vivant Cameroun [29].
Les quatre groupes du VIH-1 sont donc clairement le résultat de quatre transmissions inter-espèces indépendantes qui ont eu lieu dans la partie ouest d’Afrique Centrale, correspondant aux aires de répartition des gorilles de plaine de l’Ouest (G. g. gorilla) et des chimpanzés de Centre-Ouest (P. t. troglodytes).

Caractéristiques virologiques du VIH

Structure du VIH

Le génome des rétrovirus, constitué de deux copies d’ARN simple brin de polarité positive de haut poids moléculaire (environ 10 Kb), est transcrit en ADN bicaténaire grâce à une enzyme contenue dans le virion : la transcriptase inverse. Ces virus sont des particules sphériques de 80 à 120 nm de diamètre. Les particules sont constituées d’une enveloppe d’origine cellulaire dans laquelle sont insérées les glycoprotéines d’enveloppe du virus. Cette enveloppe, tapissée à l’intérieur par une matrice, entoure la capside virale contenant le génome viral, la nucléocapside et les enzymes nécessaires à la réplication du virus [138] (Figure 3)
Les différents poids moléculaires des protéines structurales du VIH-1 sont indiqués sur la gauche, et du VIH-2 sur la droite. 1 : Double couche lipidique ; 2 : Transcriptase inverse

Organisation génomique VIH-1 [74].

Le génome du virus de l’immunodéficience humaine de type 1 est constitué de deux copies identiques d’acide ribonucléique (ARN) monocaténaire. Chaque molécule d’ARN est constituée de trois gènes de structure, group specific antigen (gag), polymerase gene (pol) et envelope gene (env), codant respectivement les protéines internes (p17, p24 et p7), les trois enzymes virales (transcriptase inverse TI, protéase et intégrase et les glycoprotéines d’enveloppe (gp120 et gp41).
Le génome est rassemblé dans un core viral composé d’une matrice comportant une protéine associée à la membrane virale de poids moléculaire 17kDa (p17), d’une capside comportant une protéine de poids moléculaire 24kDa (p24) et d’une protéine étroitement liée aux molécules d’ARN, la nucléocapside (p7, NC) (Figure 4).
L’ADN proviral est encadré par les deux LTR. En plus des trois gènes : gag, pol et env, le VIH-1 a six gènes supplémentaires, régulateurs de la réplication virale (tat, rev) ou accessoires (nef, vif, vpr et vpu) [74].

LTR

Les LTR (long terminal repeat) sont des séquences répétées non codantes qui jouent un rôle essentiel dans l’intégration du virus et sa transcription.

Les gènes de structure

Comme tous les rétrovirus, le génome du VIH contient trois gènes codant pour les protéines de structure du virus. De l’extrémité 5′ vers l’extrémité 3′, on distingue ainsi :
 le gène gag codant pour les protéines internes. La protéine Gag est une polyprotéine synthétisée sous forme de précurseur p55Gag [5]. À la suite de son clivage protéolytique par la protéase virale encodée par le gène pol [84], les protéines de la matrice (p17), la capside (p24) et la nucléocapside (p7) seront formées [162].
 le gène pol qui code les enzymes virales (protéase, RT et intégrase). La protéine que produit le gène pol sera clivée pour produire la transcriptase inverse, l’intégrase et la protéase virale. La transcriptase inverse possède une activité ADN polymérase et une activité RNase H [6]. Elle peut autant se servir de l’ADN que de l’ARN comme matrice pour la synthèse d’ADN. Sa fidélité lors de la synthèse est assez faible, 1 mutation par 300 000 paires de base [91,28]. Cela cause donc une accumulation de mutations dans le génome du VIH-1 qui est à l’origine de la haute diversité observée entre les différentes souches du VIH-1 et qui cause le développement de mutations de résistance aux médicaments antiviraux ainsi qu’aux réponses immunitaires.
 le gène env code la glycoprotéine d’enveloppe qui est un trimère de 441.9 KDa située à la surface du virus du VIH-1 [16]. Elle contient deux sous-unités associées par des liens non-covalents que l’on nomme Gp120 et Gp41 [98]. C’est deux sous-unités sont produites à la suite du clivage protéolytique du précurseur Gp160 dans le réticulum endoplasmique (RE) [9].

Les gènes de régulation et accessoires

Ce qui caractérise le génome des VIH, c’est son nombre élevé de gènes régulateurs, codant des protéines qui régulent la réplication virale dans les cellules infectées où on les retrouve. Ces gènes régulateurs sont responsables de la complexité de l’organisation génétique des VIH. On distingue les gènes :
 tat (transactivateur) qui active la réplication virale en interagissant avec l’ARNm de la région transactivation response (TAR), située dans le LTR 5′
 Nef (negative expression factor) qui régule négativement la réplication virale en interagissant avec des séquences régulatrices négatives (NRE) situées dans le LTR 5′ en amont du site de fixation de l’ARN polymérase cellulaire II
 Rev (regulateur qui favorise le transport du noyau vers le cytoplasme des ARNm codant pour les protéines de structures. Une structure en forme d’épingle à cheveux, située dans le gène env est reconnue par Rev puis ils se lient. Cette structure est appelée « Rev response element » (RRE) [99]. Après quoi, les protéines de structure peuvent quitter le noyau pour être traduite dans le cytoplasme.
 Vif (viral infectivity factor), assure un contrôle temporel de la maturation du précurseur gag [100].
 Vpu (viral protein u) pour le VIH-1 et vpx (viral protein x) pour le VIH-2 qui permettent l’assemblage des protéines virales et le contrôle temporel de l’infection par rapport à la phase du cycle de la cellule infectée [67].
 Vpx joue un rôle important dans la pathogenèse virale, mais aussi dans la capacité du virus à infecter certaines cellules in vitro [145]. L’absence de Vpx diminue considérablement la pathogénicité du virus chez les macaques infectés. Sa présence est, en revanche indispensable pour l’infection de cellules myéloïdes (macrophages et cellules dendritiques).
 Vpr (viral protein r) code pour une protéine de 14 kDa qui contribue à la pathogenèse du VIH-1 à travers la transactivation des LTR et le transport du complexe de pré intégration dans le noyau. Intervenant dans la transcription inverse, elle influence la fidélité de l’enzyme dont le taux d’erreur est réduit d’environ 4 fois grâce à son interaction avec l’uracil DNA glycosylase (UNG) [21]. Les molécules de Vpr sont cytotoxiques. Elles induisent l’arrêt du cycle cellulaire et capables d’induire l’apoptose par action directe sur les mitochondries [146].
Tat et Rev sont des protéines dites auxiliaires qui sont indispensables, respectivement, pour l’activation transcriptionnelle du promoteur viral situé dans les LTR, et pour le transport des transcrits viraux non (génomique) ou partiellement épissés.
Nef, Vif, Vpr, Vpu sont des protéines dites accessoires, car elles ne sont pas strictement indispensables pour la réplication du virus in vitro, dans des cellules en culture. Cependant, ces protéines semblent jouer in vivo un rôle important [150].
L’existence d’un dixième gène asp est confirmée dans le groupe pandémique du VIH, en analysant près de 23 000 séquences du VIH-1 et du SIV. Ce gène asp qui n’existe que dans le groupe de virus responsable de la pandémie humaine, le groupe M du VIH-1, est situé en chevauchement du gène env sur le brin anti-sens du génome proviral du VIH, d’où son nom : antisense protein gene. Sa fonction dans la multiplication virale ainsi que son rôle exact dans la pandémie de SIDA (syndrome d’immunodéficience acquise) restent cependant encore inconnus [15].

Cycle de réplication du VIH

Tropisme

Les cellules cibles du VIH sont celles présentant des récepteurs CD4 (cluster of différenciation 4) à leur surface [49].
Chez les patients infectés, in vivo, le virus se réplique donc dans les lymphocytes CD4, dans les monocytes et macrophages, dans la microglie du système nerveux central, dans les cellules folliculaires dendritiques des ganglions, dans les cellules dendritiques du sang et leurs homologues, les cellules de Langerhans, de la peau et des muqueuses. Il se multiplie également dans les syncytiotrophoblastes porteurs de la molécule CD4 [40]. L’entrée du virus dans les cellules nécessite également l’interaction des glycoprotéines d’enveloppe du virus avec les deux principaux corécepteurs présents à la surface de la cellule cible : CCR5 et CXCR4.
Le récepteur CCR5 appartient à la grande famille des récepteurs couplés à la protéine G (RCPG), famille déjà largement exploitée comme cible thérapeutique. L’intérêt pour cette cible a été renforcé par la découverte que les sujets porteurs d’une mutation dans le gène de CCR5 (mutation Δ32) sont moins susceptibles d’être contaminés par le VIH et progressent moins rapidement vers la maladie, tout en conservant un phénotype normal [50,85] (Figure 5).
Le gène sauvage avec expression membranaire normale du récepteur est représenté à gauche. À droite, le gène CCR5D32 code pour un récepteur tronqué qui n’est pas exprimé à la surface cellulaire.
Les virus à tropisme macrophagique utilisent principalement le corécepteur CCR5 (souche dite R5) alors que les virus à tropisme lymphocytaire utilisent majoritairement le CXCR4 (souche dite X4) et sont plus cytopathogènes (figure 6).

La transcription inverse

L’ARN viral est converti en une double hélice d’ADN sous l’action d’une ADN polymérase virale, la transcriptase inverse qui est également responsable de la destruction progressive du modèle ARN par sa fonction RNase H. La RT, étant aussi une ADN polymérase ADN dépendante, copie l’ADN viral monocaténaire en ADN double brin [20].
L’absence de fiabilité de la retranscription conduit à des erreurs à l’origine de la très grande variabilité génétique du VIH.

Intégration et transcription

L’ADN bicaténaire, transcrit à partir de l’ARN viral, pénètre dans le noyau cellulaire. Il s’intègre ensuite dans le génome de la cellule cible, sous l’effet de l’intégrase. Cette intégration nécessite le transfert de l’ADN viral dans le noyau sous forme d’un complexe dit de pré-intégration (CPI) contenant la protéine de matrice, la protéine vpr et la protéine de nucléocapside p7.
L’ARNm, une fois sorti du noyau cellulaire, est lu par les ribosomes du réticulum endoplasmique rugueux conduisant à la formation de polypeptides non opérationnels. Les protéines de structure du virus (matrice, capside et nucléocapside) et les enzymes virales (protéase, reverse transcriptase, intégrase) doivent subir une maturation dans l’appareil de Golgi puis, pour être opérationnelles, un clivage par une protéase virale.
Les premiers ARNm transcrits codent pour les gènes régulateurs et en particulier les gènes tat, rev et nef. Après cette phase précoce apparaissent des ARNm plus longs codant les protéines gag, pol, env, vif, vpr, vpu (ou vpx). La protéine tat active la réplication virale en interagissant avec l’ARNm de la région transactivation response (TAR), située dans le LTR 5′, juste en aval du site de démarrage de la transcription. En l’absence d’un gène tat fonctionnel, la transcription pourrait débuter mais s’arrêterait immédiatement. Les ARNm codant pour nef semblent les plus abondants (80 %) [20].

Assemblage et maturation

Différentes interactions entre les protéines virales et la membrane cellulaire conduisent à l’assemblage d’une structure globulaire, puis à la formation d’une particule virale par bourgeonnement de la membrane plasmique. La capside sort de la cellule infectée en arrachant une partie de la membrane cellulaire dans laquelle ont été préalablement intégrées les protéines virales de surface (gp120 et gp41). Les particules issues du bourgeonnement sont immatures. Elles subissent ensuite une maturation indispensable pour rendre les virions infectieux, c’est-à-dire prêts à infecter de nouvelles cellules.
L’état d’activation des lymphocytes CD4 et de différenciation des monocytes influence la réplication du virus. Il semble que dans les lymphocytes CD4 au repos, le virus puisse s’intégrer mais soit incapable de se répliquer. En revanche, dans les lymphocytes activés par d’autres cellules ou par des facteurs solubles (lymphokines ou cytokines), les facteurs transcriptionnels d’activation comme les protéines NF-KB, de même que des cytokines (en particulier tumor necrosis factor [TNF]-a) sont capables de déclencher la réplication virale par l’intermédiaire de séquences avec lesquelles ils interagissent au niveau du LTR [20].

La recombinaison génétique

Le VIH se recombine une à trois fois par cycle viral. La transcriptase inverse, au cours de la synthèse de I’ADN, a la capacité de passer de l’une à l’autre des deux copies d’ARN présentes dans le virion et contribue ainsi à l’augmentation de la probabilité d’émergence de virus divergents. Les points de recombinaison sont retrouvés sur tout le génome avec une plus grande fréquence pour le gène de l’enveloppe [96].

La pression de sélection

Les facteurs environnementaux tels que les thérapies antirétrovirales et la pression du système immunitaire favorisent la sélection de variants viraux portant des mutations et qui peuvent se répliquer dans ces conditions. Les antirétroviraux exercent une pression qui permet la sélection de souches résistantes portantes des mutations de résistance via certaines molécules ARV.

La Diversité génétique

Les virus de l’immunodéficience présentent une grande diversité génétique. Ils sont classés en 2 types : VIH-1 et VIH-2, subdivisés en groupes correspondant aux différents passages inter-espèces, les groupes pouvant être subdivisés en sous-types, avec de très nombreuses formes recombinantes entre sous-types, voire entre groupes (figure 9).
Depuis que ces deux types de virus ont été reconnus comme les agents étiologiques du sida, de multiples isolats ont été clonés et leurs séquences nucléotidiques analysées [143]. Ces études ont montré que la variabilité génétique de ces virus est extrême, que deux souches ne sont jamais semblables, et que chez un même individu le virus est présent sous forme de quasi-espèces, génétiquement reliées les unes aux autres mais différentes.
L’homologie entre le VIH-1 et le VIH-2 au niveau génomique est de l’ordre de 50 %. Le génome de VIH-2 ne contient pas le gène vpu présent chez le VIH-1, mais possède, comme certains virus simiens (simian immunodeficiency virus [SIV]), un gène vpx.

Diversité génétique VIH-1

Il existe quatre groupes de VIH-1 :
• le groupe M (Major)
• le groupe O (Outlier)
• le groupe N (non-M, non-O)
• le groupe P, dernier identifié, en 2009 [130].
Ces différents groupes correspondent probablement à des passages inter espèces de virus simiens (SIV) de chimpanzés pour les groupes M et N et de gorilles pour les groupes O et P.
Le VIH-1 groupe M sont responsables de la pandémie : à ce jour, 9 sous-types ont été caractérisés (A, B, C, D, F, G, H, J, K) et plus de 100 formes recombinantes entre ces sous-types (CRF pour Circulating Recombinant Form) ou entre formes recombinantes elles-mêmes, ont été identifiées. Le sous-type B est retrouvé dès l’origine de l’épidémie aux États-Unis et en Europe. Les autres sous-types sont regroupés pour la pratique sous la dénomination de VIH-1 non-B et sont à l’origine de plus de 90% de la pandémie, notamment sur le continent africain [124].
Le VIH-1 groupe O a été identifié au début des années 1990 chez des patients camerounais et est limité à une épidémie restreinte dans la région du bassin du Congo où il représente moins de 1 % des infections VIH-1 [167]. La souche prototype du VIH-1 groupe O (VIH-O), ANT70, a été isolée à l’institut de médecine tropicale d’Anvers, chez un couple d’origine camerounaise présentant des lymphadénopathies généralisées. Ce rétrovirus présentait des caractéristiques antigéniques et génétiques très particulières, mais semblait cependant plus proche du VIH-1 que du VIH-2. Par la suite, des études sérologiques allaient attester de la présence de ce virus atypique au Cameroun et au Gabon [111].
En 1994, une nouvelle souche divergente (MVP5180), proche de la souche ANT70 et isolée chez un patient camerounais au stade sida, était identifiée en Allemagne [59]. La même année, un nouveau variant nommé VAU était caractérisé chez une patiente française atteinte du sida, dont la séquence du gène env s’avérait proche de celles des virus ANT70 et MVP5180 [19]. Cependant, les analyses phylogénétiques montraient que ces trois virus étaient autant différents les uns des autres que les sous-types du VIH-M entre eux [19]. L’analyse des séquences nucléotidiques des virus ANT70 et MVP5180 montrait une similarité de 73 % dans le gène pol avec les VIH-1 d’origine européenne ou africaine, mais de seulement 50 % pour le gène env [160]. La différence globale entre les génomes étant inférieure à 50 %, il ne pouvait néanmoins s’agir des représentants d’un VIH-3. Une nouvelle nomenclature fut alors proposée, avec une classification du VIH-1 en deux groupes : le groupe Major (M) et le groupe Outlier (O) [132].
Le VIH-1 groupe N : En 1998, une équipe franco-camerounaise rapportait l’identification d’un nouveau variant du VIH-1 (YBF30), isolé chez une patiente camerounaise décédée du sida en 1995, ajoutant ainsi une nouvelle branche à l’arbre des VIH [147]. Le sérum de cette patiente présentait la particularité de réagir avec un antigène de l’enveloppe d’un virus de l’immunodéficience simienne isolé d’un chimpanzé (VIScpz) plutôt qu’avec les antigènes représentatifs des groupes M et O.
L’analyse des séquences de cette souche divergente montrait une position phylogénétique différente selon les gènes considérés, au sein des VIScpz pour env et entre les VIScpz et les VIH-M pour gag et pol. Parallèlement, une étude séroépidémiologique réalisée au Cameroun sur 700 sérums VIH positifs mettait en évidence trois échantillons réactifs sur l’antigène de la souche prototype YBF30. La caractérisation moléculaire de l’un d’entre eux montrait une parenté phylogénétique avec YBF30, confirmant ainsi la circulation de ces variants au Cameroun et permettant de définir, selon la nomenclature, un nouveau groupe de VIH-1 : le groupe N (VIH-N), pour « non-M, non-O ».
Le VIH-1 groupe P : Ce nouveau variant atypique (RBF168) a été mis en évidence en 2009 chez une patiente camerounaise de 62 ans. Une infection par un VIH-O fut d’abord suspectée du fait de la négativité de certains tests de charge virale spécifiques du VIH-M, de l’origine de la patiente et des résultats du sérotypage [131]. Une réplication virale importante, détectable à la fois par une technique spécifique du VIH-O et par une technique non spécifique de groupe, semblait conforter ce diagnostic. Mais paradoxalement, la négativité de PCR spécifiques du groupe O laissait suspecter une infection par une souche divergente ; le génome complet a finalement révélé que ce virus était clairement distinct génétiquement des VIH-M, N et O. Cette souche constitue ainsi le premier représentant d’une nouvelle lignée de VIH-1 dénommée groupe P.
Le VIH-1 N et le VIH-1 P sont observés chez très peu d’individus, moins de 20 et 2 respectivement [156]. Toutes les infections ont été décrites chez des personnes vivant au Cameroun, à l’exception d’un cas d’infection VIH-1 N chez une patiente diagnostiquée en 2011 mais qui s’était infectée au Togo [33].

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LE VIH/SIDA
1. HISTORIQUE
2. Définition – Classification et Origine du VIH
2.1. DEFINITION – CLASSIFICATION
2.2. ORIGINE DU VIH
2.2.1. Origine du VIH-1
2.2.2. Origine du VIH-2
3. Caractéristiques virologiques du VIH
3.1. STRUCTURE DU VIH
3.2. ORGANISATION GENOMIQUE VIH-1
3.2.1. LTR
3.2.2. Les gènes de structure
3.2.3. Les gènes de régulation et accessoires
3.3. CYCLE DE REPLICATION DU VIH
3.3.1. Tropisme
3.3.2. Les différentes étapes du cycle de réplication
3.3.2.1. Adhésion-fusion
3.3.2.2. La transcription inverse
3.3.2.3. Intégration et transcription
3.3.2.4. Assemblage et maturation
4. Variabilité génétique
4.1. ORIGINE DE LA VARIABILITE GENETIQUE
4.1.1. Les erreurs de copie effectuées par la transcriptase inverse
4.1.2. La dynamique de la réplication virale
4.1.3. La recombinaison génétique
4.1.4. La pression de sélection
4.2. LA DIVERSITE GENETIQUE
4.2.1. Diversité génétique VIH-1
4.2.2. Diversité génétique VIH-2
5. Épidémiologie et Transmission
5.2. DONNEES EPIDEMIOLOGIQUES AU SENEGAL
5.3. LES MODES DE TRANSMISSION
5.3.1. Voie sexuelle
5.3.2. Voie sanguine
5.3.3. Voie verticale
6. Histoire naturelle de l’infection par le VIH
6.1. LA PRIMO INFECTION
6.2. LA PHASE ASYMPTOMATIQUE : PHASE DE LATENCE CLINIQUE
6.3. LA PHASE SIDA
7. Diagnostic et Suivi biologique de l’infection par le VIH-1
7.1. DIAGNOSTIC
7.1.1. Diagnostic indirect ou sérologique
7.1.1.1. Test de dépistage d’anticorps anti-VIH-1
7.1.1.2. Test de confirmation sérologique : western-blot ou immuno-blot
7.1.2. Diagnostic direct
7.1.2.1. Détection de l’antigène viral p24
7.1.2.2. Détection des acides nucléiques viraux
7.1.2.3. Isolement du VIH en culture
7.2. SUIVI BIOLOGIQUE
7.2.1. Paramètre immunologique : Mesure du taux de lymphocytes T CD4+ dans le sang circulant
7.2.2. Paramètres virologiques
7.2.2.1. Evaluation de la charge virale
7.2.2.2. Test génotypique de résistance aux antirétroviraux
7.2.2.2.1. Les tests génotypiques
7.2.2.2.2. Test phénotypique de résistance aux ARV
8. Traitement antirétroviral
8.1. ÉVOLUTION DES ANTIRETROVIRAUX
8.2. Molecules antiretrovirales
8.2.1. LES INHIBITEURS DE LA TRANSCRIPTASE INVERSE
8.2.1.2. Les inhibiteurs non nucléosidiques de la transcriptase inverse (INNTI)
8.2.2 LES INHIBITEURS DE PROTEASES (IP)
8.2.3. INHIBITEURS DE L’INTEGRASE
8.2.4. INHIBITEURS DE FUSION
8.2.5. LES ANTAGONISTES DE CCR5
8.3. LES SCHEMAS THERAPEUTIQUES
8.3.1. Quand mettre en route un TAR ?
8.3.2. Traitement Antirétroviral de première intention
8.3.3. Traitement antirétroviral de deuxième intention
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL EXPERIMENTAL
1. Contexte, Justification et Objectifs de l’etude
2. Cadre d’étude
3. Methodologie
3.1. POPULATION D’ETUDE
3.1.1. Critères d’inclusion
3.1.2. Critères d’exclusion
3.2. ECHANTIONNAGE
3.3. Considérations éthiques
3.3.1. Soumission au comité d’éthique
3.3.2. Consentement
3.3.3. Confidentialité
3.4. Matériel
3.4.1. Matériel de prélèvement sanguin
3.4.2. Matériel pour centrifugation et séparation lymphocytaire
3.5. Les technologies et méthodes utilisées
3.5.1. Les technologies utilisées
3.5.2. Les méthodes utilisées
3.5.2.1. Abbott RealTime HIV-1® (m2000sp/rt)
3.5.2.3. Alere HIV-1/2
3.6. Analyse statistique des données
3.6.1. LA CORRELATION
3.6.2. LA CONCORDANCE DE BLAND ET ALTMAN
3.6.3. Sensibilité et Spécificité
3.6.4. Valeur prédictive positive et Valeur prédictive négative
4. RESULTATS
4.1. CARACTÉRISTIQUES DE LA POPULATION D’ÉTUDE
4.1.1. La répartition de la population en fonction du sexe
4.1.2. La répartition de la population d’étude selon l’âge
4.1.3. La répartition de la population selon le traitement ARV
4.2. ETUDE COMPARATIVE
4.2.1. Comparaison m2000-Xpert
4.2.2. Comparaison m2000 – Mpima
4.2.3. Comparaison X-pert – Mpima
5. COMMENTAIRES ET DISCUSSION
CONCLUSION ET PERSPECTIVES

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