Soutenance mémoire
Thon obèse ou Patudo (thunnus obesus )
Grosse espèce, plus haute au niveau de la première nageoire dorsale. Les nageoires pectorales sont de taille moyenne chez les spécimens mesurant plus de 110 cm, mais elles sont longues chez les plus petits individus. Le ventre et les flancs sont blanchâtres. Une bande bleu irisé parcourt les faces latérales. La première nageoire dorsale est foncé, la seconde dorsale et la nageoire anale sont jaune clair, les pinnules sont jaune brillant et bordées de noir. Chez les thons mesurant plus de 30 cm. Une vessie natatoire est présente. Taille : 180 cm en moyenne avec maximum de 200 cm. Il se trouve dans les eaux tropicales et subtropicales des océans Atlantique, pacifique et indien. Absent en méditerranée. Epipélagique et mésopélagique dans les eaux océaniques, jusqu’à 250m de profondeur. Les juvéniles et les jeunes adultes vivent en bancs monospécifiques ou mêlés à l’albacore ou la bonite à ventre rayé. Cette description est illustrée par la figure 5.
Contexte économique
Le thon est un des principaux produits de la mer faisant l’objet d’échanges internationaux (OFIMER, 2000). Il est très important, tant du point de vue économique que comme source d’alimentation. Il compte pour 5% des quantités pêchées dans le monde et destinées à l’alimentation humaine, mais pour plus de 10% dans la valeur des échanges internationaux (OFIMER, 2000). Le thon comprend une quarantaine d’espèces présentes dans les océans Atlantique, Indien et Pacifique et en mer Méditerranée. Leur production mondiale a régulièrement augmenté, passant de moins de 0,6 million de tonnes en 1950 plus de 6 millions de tonnes aujourd’hui (France AGRIMER, 2011).
Cette augmentation est due au développement des pêcheries de listao et d’albacores en philippines et en Taiwan, ainsi que les pêcheries tropicales des pays européens (Espagne et France). Les nouvelles techniques de pêche telles que la senne coulissante, un des engins de pêche prédominante aujourd’hui responsable de 62%, de la production mondiale, ont donné lieu à plus de 4 millions de tonnes des captures annuelles au cours des dernières années (FAO, 2010). Parmi les thons et les espèces apparentées, Les “principales espèces commerciales de thons” sont les plus importantes, tant du point de vue du poids des captures que sur le plan économique. Elle se décompose en cinq grandes espèces (FAO, 2009):
thon listao (Katsuwonus pelamis) : 2 600 000 tonnes
thon albacore (Thunnus albacares) : 1 100 000 tonnes
thon obèse ou patudo (Thunnus obesus) : 405 000 tonnes
thon germon (Thunnus alalunga) : 256 000 tonnes
thon rouge (Thunnus thynnus) : 21 000 tonnes
Elles sont débarquées dans de nombreux endroits du monde, commercialisées pratiquement à l’échelle mondiale et transformées et consommées un peu partout dans le monde. En 1999, les débarquements de thon ont été très abondants, en particulier dans le Pacifique Est où la production a augmenté de 30%. Cette augmentation concerne principalement le listao (+90%) et dans unemoindre mesure l’albacore (+15%). L’Equateur est devenu le premier producteur de la zone Pacifique Est, devant le Mexique. Cette abondance de captures a entraîné une chute des prix du listao et de l’albacore (PAQUOTE, 2000).Le Pacifique occidental et central océan soutient la plus grande pêcherie de thon du monde. La majorité des captures des principales espèces commerciales de thons viennent du Pacifique (70,2% des captures totales des principales espèces commerciales de thon en 2008), de l’océan Indien (20,4% en 2008) dont la contribution est beaucoup plus élevée que celle de l’océan Atlantique et de la mer Méditerranée (9,5% en 2008) (FAO, 2009).
Cependant, tous les pays sont concernés par le thon, qu’ils soient producteurs ou consommateurs, sont impliqués dans des échanges internationaux. Ces échanges portent principalement sur trois types de produits qui se succèdent dans la chaîne de transformation du thon : le thon frais ou congelé entier (matières premières) les longes de thon cuites et congelées (produits semi-finis) les conserves de thon (produits finis)
Marché du thon en côte d’ivoire
Le poisson est la principale source de protéines animales du consommateur ivoirien (FAO, 2008). Mais, les eaux maritimes ivoiriennes sont naturellement pauvres en raison de l’étroitesse du plateau continental et de la faiblesse des upwellings. Toutefois, depuis les années 1950, les pêches industrielles chalutières, sardinières et crevettières se sont développées. Elles sont soutenues par la pêche artisanale qui se pratique en mer, en lagune et en eaux continentales.
Une position géographique avantageuse et une politique volontariste de développement de l’industrie halieutique ont contribué à l’implantation d’une industrie thonière dynamique. Ainsi du port de pêche d’Abidjan est le premier port thonier de la côte ouest africaine avant Tema (Ghana) et Dakar (Sénégal). Le thon destiné aux conserveries représente plus du quart des produits halieutiques importés. Sur la période 2000-2005, l’ensemble des importations connaît une progression de 8,5%.
Le thon importé recule de près de 14% alors que le poisson et les produits dérivés destinés à la consommation humaine augmentent de près de 20% (FAO, 2008).
Le thon importé (tableau I) provient essentiellement des activités des thoniers senneurs européens (français et espagnols) en activité dans l’ensemble de la sous-région et dans la zone économique exclusive (ZEE) de la Côte d’Ivoire et des thoniers ghanéens. Une partie du thon est transbordé et l’autre partie (plus de la moitié) alimente les trois unités industrielles de production de conserves (Pêche et Froid Côte d’ivoire(PFCI), Société des conserves de Côte d’Ivoire (SCODI) et CASTELLI. Toutefois, le mouvement des thoniers (débarquement et transbordement) a été très sensible à l’environnement sécuritaire. Nonobstant, les évènements de 2010 ont fait baisser d’environ 21% les quantités de thon débarqué au bénéfice des usines et 40,7% pour la valeur des exportations (FAO, 2011). Actuellement, L’économie halieutique ivoirienne s’essouffle en partie à cause de la guerre mais également à cause de l’environnement international. Le thon qui en est le principal produit d’exportation est fortement concurrencé sur le marché européen par le thon d’origine asiatique.
Teneur en histidine
Dans l’organisme, l’histidine est un acide aminé qui se biochimiques :
une forme libre (L-histidine);
une forme liée (aspartyl
Seule la forme libre (L-histidine) 1978). Dans un tissu donné, proportionnel à la concentration d’histidine au niveau des principaux pigments du sang et des muscles rouges: hémoglobine, myoglobine cytochromes C et catalases (BILLON poissons dits sanguins à cause de leur système vasculaire très développé. C’est surtout la musculature voisine de la colonne vertébrale qui est fortement irri confère une coloration plus foncée (rougeâtre). Aussi, les thons sont particulièr histidine (NERISSON, 1976). relativement pourvus (NERISSON, 19 Par contre le taux d’histidine est très faible chez les poissons à chair blanche (Sébastes, Scorpènes, quelques espèces d’eau douce) ou chez les crustacés. L’importance de la vascularisation dans la détermination du taux d’histidine entraîne Histidine’histidine est un acide aminé qui se trouve sous deux histidine); une forme liée (aspartyl- histidine et histidyl- histidine) (ARNOLD et BROWNhistidine) participe à la formation de l’histamine . Dans un tissu donné, le taux d’histamine, jusqu’à un certain seuil, est sensiblement proportionnel à la concentration d’histidinelibre. Les taux d’histidine les plus au niveau des principaux pigments du sang et des muscles rouges: hémoglobine, myoglobine (BILLON, 1978). Or les thons, en particulier le thon rouge, sont des poissons dits sanguins à cause de leur système vasculaire très développé. C’est surtout la musculature voisine de la colonne vertébrale qui est fortement irriguée (BOIVERT confère une coloration plus foncée (rougeâtre). Aussi, les thons sont particulièr ). De même d’autres espèces comme la bonite et le maquereau en sont NERISSON, 1976).
Par contre le taux d’histidine est très faible chez les poissons à chair blanche (Sébastes, Scorpènes, quelques espèces d’eau douce) ou chez les crustacés. L’importance de la vascularisation dans la détermination du taux d’histidine entraîne donc les conséquences suivantes.
Histidine décarboxylase
Histamine sous deux principales formes ARNOLD et BROWN, 1978). participe à la formation de l’histamine (ARNOLD et BROWN, ne, jusqu’à un certain seuil, est sensiblement d’histidine les plus élevés sont observés au niveau des principaux pigments du sang et des muscles rouges: hémoglobine, myoglobine, . Or les thons, en particulier le thon rouge, sont des poissons dits sanguins à cause de leur système vasculaire très développé. C’est surtout la BOIVERT, 1980); cela lui confère une coloration plus foncée (rougeâtre). Aussi, les thons sont particulièrement riches en De même d’autres espèces comme la bonite et le maquereau en sont Par contre le taux d’histidine est très faible chez les poissons à chair blanche (Sébastes, Scorpènes, quelques espèces d’eau douce) ou chez les crustacés. L’importance de la vascularisation dans la: Histamine + COOH 19.
sur un même poisson le muscle le plus irrigué (« muscle rouge ») est plus riche en histamine que le muscle le moins irrigué (« muscle blanc ») (ARNOLD et BROWN, 1978, LAURENT et BENNASAR, 1995);
les poissons sanguins comme les thons (en particulier le thon rouge) sont plus prédisposés à la formation d’histamine.
Ce sont eux qui sont généralement mis en cause dans les différents cas d’intoxications histaminiques (NERISSON, 1976).
Il existe donc une variation du taux d’histamine en fonction de l’espèce et de la localisation corporelle, deux facteurs qui sont propres au poisson (facteurs intrinsèques).
Importance des enzymes histidine-décarboxylase
Les enzymes histidine-décarboxylases ont une origine double : bactérienne et tissulaire (BILLON, 1978).
Depuis longtemps, la plupart des auteurs considèrent que ce sont les enzymes bactériennes qui ont une action déterminante dans la formation d’histamine. Ainsi de très nombreux travaux ont montré que :
la formation optimale d’histamine est en relation avec les meilleurs conditions de multiplication bactérienne (NERISSON, 1976);
à l’inverse, elle est réduite à son minimum dans les milieux ou les conditions défavorables ont un développement microbien (ARNOLD. S.H et BROWN W.D, 1978 , NERISSON, 1976). Quant aux enzymes tissulaires, elles semblent avoir un rôle secondaire qui est attesté par la formation d’une faible quantité d’histamine dans un échantillon stérile de poisson (ARNOLD et BROWN, 1978). L’importance des bactéries ou des enzymes bactériennes est fonction :
du degré de contamination avant le stockage;
des conditions de stockage;
de l’influence technologique.
Moyens ou méthodes de pêche (capture)
Certaines méthodes de pêche (Sennes, palangre) sont à la base d’un stress parfois important chez le poisson; ce stress a tendance à épuiser la réserve glycogénique musculaire et à baisser le pH (BOIVERT, 1980). Il s’ensuit globalement une augmentation du taux d’histamine (BILLON, 1978) en dehors de cela, le traînement du poisson sur le fond marin et pendant longtemps (cas des chahuts de fond) peut être à l’origine d’une contamination secondaire du poisson.
Il faut noter aussi que les blessures faites sur le poisson constituent des portes d’entrée pour les bactéries. La teneur d’histamine peut donc varier en fonction du degré de stress subi, de l’état (intégrité) du poisson et de l’importance du contact avec les sources de contamination.
Hygiène lors de la manutention
Si elle est défectueuse, l’apport microbien par le matériel et le personnel qui entrent en contact avec le poisson peut être quantitativement et qualitativement très important (coliformes grands producteurs d’histamine).
PH
Chez les scombridés, la chair du poisson à un pH qui varie de 5,5 à 6,5(ARNOLD et BROWN, 1978). Ce pH baisse après la mort du poisson; sa valeur post-mortem qui est de 5,6 à 5,7 chez le thon, n’inhibe pas le développement des bactéries (BOIVERT, 1980). Selon l’espèce bactérienne, il existe un pH optimum de développement de synthèse et d’activité enzymatique. Ce pH est généralement acide chez la flore décarboxylant l’histamine (ARNOLD et BROWN, 1978).Ainsi, autrefois Morganella morganiiappelé Proteus morganiià un pH optimal :
de développement variant de 5 à 6 (NERISSON, 1976);
d’activité enzymatique (enzymes histidine-décarboxylases) qui varie de 6,0 à 6,5 (ARNOLD. S.H et BROWN W.D, 1978, BARADWSKI et al, 1985). Avec Klebsiella pneumoniae,des expériences ont montré un pic d’histamine à un pH compris entre 3,5 et 4,5.
Texture de la chair
Elle varie selon les espèces de poisson, plus elle est favorable au développement microbien, plus la vitesse de formation d’histamine est augmentée et inversement (NERISSON, 1976).
Conditions de stockage
Il s’agit essentiellement d’autres effets de la température ambiante. Ceux-ci sont indissociables du temps ou de la durée de stockage. La température ambiante constitue le facteur extrinsèque le plus important dans la formation d’histamine (FRANK et al ., 1984). Elle détermine:
la multiplication des bactéries et leur capacité de production d’histamine;
le type de froid appliqué pour la conservation des aliments
La réfrigération lente.
Toutefois, la multiplication des germes psychrotrophes comme les Pseudomonas, n’est arrêtée qu’à environ -5° C et de nombreuses enzymes (ex: les lipases) conservent leur activité même dans le poisson congelé (CHEFTEL et al., 1976). C’est dire que pour une bonne et longue conservation du poisson, la simple réfrigération n’est pas du tout indiquée (CHEFTEL et al., 1976). Mais quand elle est combinée à l’adjonction de sel, les résultats (diminution de la production d’histamine) sont meilleurs (ABABOUCH et al., 1986).
Quant à la congélation et la surgélation, elles se font habituellement à des températures inférieures à -10° C, ce qui n’autorise la multiplication d’aucune bactérie. De plus, la plupart des réactions chimiques sont ralenties tandis que les réactions métaboliques cellulaires sont complètement arrêtées (CHEFTEL et al., 1977). Un stockage de longue durée et à bassetempérature peut être à l’origine de la destruction de la microflore productrice d’histamine.
Méthode de séparation HPLC ou CLHP
Cette méthode est basée sur une extraction acide de l’échantillon, suivie d’une séparation par HPLC. En raison de la structure des molécules, la détection se fait par l’intermédiaire de dérivés fluorescents préparés automatiquement en sortie de colonne de chromatographie. Cetteautomatisation permet de garantir une bonne répétabilité et un seuil de quantification de 5mg/kg.
Principe de la méthode
Les amines biogènes sont extraites par l’acide perchlorique 0,2 M et marquées au chlorure de dansyle ; la dérivation des amines est nécessaire pour la détection en absorption UV à 254 nm desdérivés dansylés. Après dérivation, la proline est ajoutée pour fixer l’excès de chlorure de dansyle.
La solution est saturée par ajout de toluène. Après décantation, la phase organique contenant les dérivés d’amines biogènes est récupérée après congélation de la phase aqueuse puis évaporée à froid sous flux d’azote. Le résidu sec contenant les amines dérivées est redissous dans 200 ml d’acétonitrile, filtré sur membrane de porosité 0,2 mm puis injecté en HPLC. Les amines sont séparées sur une colonne en utilisant un gradient d’élution eau/acétonitrile. La durée de la séparation est de 30 mn. Le chromatogramme présente les 7 pics des amines classiques et celui de l’étalon interne.
Méthode AOAC
Principe de la méthode
L’histamine est extraite par broyage de 50 g de chair en présence de 50 ml d’acide trichloracétique à 10%. L’extrait trichloracétique est filtré puis purifié par transfert dans le réservoir de la colonne chromatographique contenant 5 g de résine tamponnée à pH 4,62. L’histamine est ensuite récupérée au moyen d’une solution d’acide chlorhydrique 2N dans un flacon jaugé de 20 ml qui sera complété au trait de jauge. Elle subit une réaction de condensation avec l’orthophtaldéhyde (0,1 ml) en présence de soude normale (1 ml). Au bout de 3,5 minutes, après agitation, on ajoute 2 ml d’acide chlorhydrique 0,7 N puis on mesure la fluorescence de la solution inconnue après avoir réglé le zérode l’appareil sur le blanc-réactif et le 100% sur la solution étalon.
Autres méthodes de séparation utilisée par les laboratoires
Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG)
Principe de la méthode
L’histamine est extraite de l’échantillon grâce à une solution alcaline de méthanol puis injecté dans la colonne chromatographique pour être dosée. Le dosage de l’histamine ainsi contenue dans l’échantillon de chair du poisson prend moins de 20 minutes. La lecture est possible jusqu’à 5000 ppm (BAO-SHYUNG, JIH-TERNG, YOUK-MENG, 2003). C’est une méthode quantitative rapideet très fiable. Elle permet, tout comme HPLC, de détecter la présence d’autres amines biogènes.
Chromatographie sur Couche Mince (CCM)
Lachromatographie sur couche mince permet, dans certaines conditions, une bonne séparation de l’histamine. Cette méthode permet de traiter en série les échantillons, elle est peu onéreuse et demande peu de matériel spécifique. Par contre, elle est semi-quantitative.
Principe de la méthode
Sont utilisées comme références, des échantillons de poisson exempts d’histamine auxquels sont ajoutées des quantités connues d’histamine. L’échantillon à analyser et les échantillons de référence sont attaqués par l’acide trichloracétique à 10% afin de précipiter les protéines. Les acides aminés et l’histamine passent dans le filtrat. Celui-ci peut être conservé à température ambiante plusieurs semaines sans subir d’altération gênante pour le dosage de l’histamine. Les dépôts de trichloracétique sont effectués avec précision sur plaque d’alumine. Après séchage de la plaque, l’histamine est éluée à température ambiante par le mélange éthanol-ammoniaque. L’élution dure environ deux heures pour un déplacement du front de solvant de 10cm.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE: SYNSTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
CHAPITRE I : THON
I.I. Généralités sur le thon
I.1.1. Le thon rouge (Thunnus thynnus )
I.1.2. Le germon (Thunnus alalunga)
I.1.3. La bonite à ventre rayé ou listao (katsuwonus pelamis)
I.1.4. L’albacore (Thunnus albacares )
I.1.5. Thon obèse ou Patudo (thunnus obesus)
I.2. Contexte économique
I.2.1. Marché du thon en côte d’ivoire
I.2.2. Marché des longes
CHAPITRE II : HISTAMINE
II.1. Historique de l’histamine
II.2. Mécanisme de formation dans le poisson
II.2.1. Teneur en histidine
II.2.2. Importance des enzymes histidine-décarboxylase
II.2.2.1. Degré de contamination avant stockage
II.2.2.1.1. Localisation corporelle
II.2.2.1.2. Zone de pêche
II.2.2.1.3. Moyens ou méthodes de pêche (capture)
II.2.2.1.4. Hygiène lors de la manutention
II.2.2.1.5. PH
II.2.2.1.6. Texture de la chair
II. 2.2.2. Conditions de stockage
II. 2. 2.3. Influence de la transformation
II.3. Réglementation et normes
II.3.1. Réglementation au niveau européenne
II.3.2. Réglementation internationale
II.3.3. Réglementation au niveau nationale
II.4. Teneur en histamine des longes fabriqués à SCODI
II.5. Méthodes de dosage et toxicité
II.5.1. Toxicité
II.5.2. Méthodes de dosage
II.5.2.1 Méthodes dite de « référence »
II.5.2.1.1. Méthode de séparation HPLC ou CLHP
II.5.2.1.2. Méthode AOAC
II.5.2.2 Autres méthodes de séparation utilisée par les laboratoires
II.5.2.2.1. Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG)
II.5.2.2.2. Chromatographie sur Couche Mince (CCM)
II.5.2.3. Méthodes immuno-enzymatiques
II.5.2.3.1. Méthodes qualitatives
II.5.2.3.2. Méthodes semi-quantitatives
CHAPITRE III : INTOXICATIONS HISTAMINIQUES
III.1. Le rôle de l’histamine dans l’organisme
III.2. Symptomatologie
III.3. Epidémiologie
III.4. Traitement
III.5. Prévention
III.5.1. Empêcher la formation importante d’histamine dans les aliments
III.5.2. Empêcher la consommation des denrées toxiques
DEUXIEME PARTIE: ETUDE EXPERIEMNTALE
CHAPITRE I : LIEU D’ETUDE
I.1. Cadre d’étude
I.1.1.Présentation de la SCODI
I.2. Diagramme du process des longes surgelées
I.2.1. Identification des étapes critiques
I.2.2. Paramètres influençant l’évolution de la teneur en histamine
CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES
II.1.Matériel
II.1.1. Echantillons et conditionnements
II.1.2. Matériel de laboratoire
II.2. Méthode
II.2.1. Prélèvements : mode et identification
II.2.2. Dosage de l’histamine
II.2.2.1. Principe
II.2.2.2. Protocole expérimentale
II.2.2.2.1. Préparation de l’échantillon à analyser
II.2.2.2.2. Dilution de l’échantillon
II.2.2.2.3. Méthode d’essai
II.3. Analyse statistique et exploitation des données
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
III.1 Résultats
III.1.1 Niveaux de contamination des thons « albacores » par l’histamine en fonction du temps d’attente
III.2. Discussion
III.2.1. Démarche de l’étude
III.2.2. Choix des échantillons
III.2.3. Méthode de dosage de l’histamine
III.2.4. Analyse des résultats
III.2.4.1.Taux d’histamine suivant le stade de fabrication
III.2.4.2 Comparaison du taux d’histamine en fonction du délai d’attente
III.2.4.3 Corrélation entre les taux d’histamine à chaque délai d’attente (temps)
RECOMMANDATIONS
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
