TECHNIQUES DE PRÉLÈVEMENT CHEZ LES PETITS MAMMIFÈRES

TECHNIQUES DE PRÉLÈVEMENT CHEZ LES PETITS MAMMIFÈRES

Prélèvements de fientes

Prélèvement d’urine

Les urines sont excrétées par les reins et déversées via les uretères au niveau du cloaque où elles sont mélangées aux fèces. De plus, les urines sont refluées dans le côlon jusqu’aux caeca chez de nombreuses espèces où une réabsorption d’eau et d’électrolytes a lieu. Ainsi, les fientes excrétées par les oiseaux contiennent de l’urine de composition différente de celles produites par les reins, mélangée à de l’acide urique et des fèces. Les autruches (Struthio camelus) semblent être la seule exception puisqu’elles excrètent leurs urines séparément des fèces (Echols, 2006). La collecte d’urine pure provenant directement des uretères est difficile chez les oiseaux. Une première méthode consiste à sonder les uretères sous anesthésie générale après avoir vider les fèces du cloaque. Une seconde méthode consiste à oblitérer temporairement le rectum à l’aide d’une sonde de Foley et de récolter l’urine ainsi produite (Echols, 2006 ; Ferreira, 2009b). Ces techniques semblent difficilement réalisables en pratique courante. Alternativement, les urines produites par les oiseaux lors de la consultation peuvent être collectées. Il suffit de placer un plastique ou une surface propre dans le fond de la cage de l’oiseau. En effet, le stress induirait une polyurie, et les urines produites seraient émises avant qu’elles ne soient remontées dans le côlon. La composition de ces urines serait donc proche de celle produite par les reins. L’analyse de ces urines doit toutefois être interprétée avec précaution (Ferreira, 2009b).

 Prélèvement de fèces

Les oiseaux expulsent leurs fientes généralement lors de la consultation. L’analyse doit être réalisée sur des fientes fraîches pour limiter le risque de faux négatifs (Mentré, 2009). On veillera à placer un réceptacle propre dans le fond de la cage. Seule la partie fécale doit être prélevée et placée dans un récipient stérile. Le prélèvement sera ensuite utilisé pour la recherche d’éléments parasitaires, une coproculture ou une analyse cytologique (Lennox, 2006).

Prélèvements cutanés

 Observation directe

De nombreux ectoparasites peuvent être observés directement dans les plumes ou à la surface de la peau des oiseaux. Ils peuvent être prélevés à l’aide d’une pince ou d’un morceau de ruban adhésif (Mentré, 2009).

Calques

Les calques sont conseillés pour les lésions humides et exsudatives afin d’identifier des bactéries, des levures ou un infiltrat cellulaire. Il faut veiller à bien différencier les éléments pathogènes de la flore commensale lors de l’interprétation. Les techniques de calque par impression ou de test à la cellophane adhésive sont similaires à celles employées chez les carnivores domestiques. Toutefois, la peau des oiseaux étant beaucoup plus fine, il est possible de la léser si une pression trop forte est appliquée (Fraser, 2006).

Raclage cutané

Les raclages cutanés sont utilisés pour mettre en évidence des parasites. Ils sont réalisés comme chez les carnivores domestiques. Il faut toutefois tenir compte de la finesse et de la fragilité de la peau des oiseaux (Mentré, 2009).

Cytologie de pulpe

La cytologie de pulpe permet de détecter une éventuelle infection de la tige creuse de la plume, ou calamus. Le calamus correspond à l’axe de la tige sans barbe implanté dans la peau de l’oiseau. Cet examen permet de mettre en évidence des bactéries, des cellules inflammatoires, des corps d’inclusion, des levures ou encore des dermatophytes. La peau autour de la plume choisie est préparée aseptiquement avec de la chlorhexidine et la plume est retirée. Le calamus est ensuite coupé du reste de la plume et écrasé entre deux lames. Une fois l’étalement réalisé et séché, la lame est colorée avec une coloration de Gram ou une coloration rapide pour une analyse cytologique (Fraser, 2006).

Digestion de plume

Les acariens des plumes sont parfois difficiles à mettre en évidence par une analyse cytologique de pulpe. Pour augmenter la sensibilité de cet examen, il est conseillé de placer le calamus dans une solution d’hydroxyde de potassium à 10 % et de chauffer légèrement. Après centrifugation, le sédiment est placé sur une lame et observé au microscope (Fraser, 2006).

Prélèvements de lésions pour analyse bactériologique

Les lésions cutanées ouvertes sont couramment contaminées. Il est préférable de prélever directement des plumes ou de réaliser des biopsies plutôt que d’écouvillonner la lésion (Fraser, 2006).

Biopsie cutanée

Les biopsies sont réalisées sous anesthésie générale. Il est conseillé d’utiliser un scalpel plutôt qu’un punch à biopsie du fait de la finesse de la peau des oiseaux et de l’insuffisance fréquente de graisse sous-cutanée (Fraser, 2006). En effet, la peau a tendance à s’enrouler et à former des cylindres pendant la collecte ou la fixation de l’échantillon, ce qui rend l’interprétation histologique impossible. Nett et al. (2003) ont décrit une technique permettant toutefois d’utiliser les punch à biopsie. Un morceau de ruban adhésif non transparent de 3 cm de long est placé à la surface de la peau. Le punch à biopsie est placé directement sur l’adhésif, la peau est tendue et une légère pression est appliquée jusqu’à ce que le punch ait traversé à la fois l’adhésif et la peau. L’échantillon est ensuite recueilli à l’aide de pince, la peau étant toujours collée à l’adhésif. Nett et al. (2003) ne rapportent aucune déformation ou enroulement de la pièce de biopsie que ce soit pendant la collecte ou pendant la fixation de l’échantillon.

Techniques de prélèvement chez les reptiles

Contention et anesthésie
Chéloniens:  La contention de la tortue terrestre est simple : il suffit de la saisir de part et d’autre de la carapace à mi-distance entre les membres antérieurs et postérieurs et de la maintenir à distance de soi et de tout support matériel (photographie 11). Pour les tortues aquatiques, les mains seront positionnées plus caudalement afin d’éviter les morsures. Une alternative consiste à placer la tortue sur un support de manière à ce que ses pattes ne puissent atteindre le sol (photographie 12). Il faut cependant se méfier de leurs griffes et de la possibilité de morsures en particulier avec les tortues aquatiques. De plus, les tortues ont des membres puissants et peuvent facilement coincer les doigts de l’opérateur entre leurs pattes et la carapace (de la Navarre, 2006 ; Dyer et Cervasio, 2008 ; Tessier, 2009c).

 Ophidiens La tête du serpent doit être tout d’abord maîtrisée pour contrôler ses mouvements et prévenir les risques de morsure. L’index et le pouce sont placés de part et d’autre de la tête juste en arrière des mandibules (photographie 13). Pour les plus gros serpents, il est également possible de maintenir la tête entre le pouce et le majeur et de placer l’index au sommet de la tête (photographie 14). La seconde main est utilisée pour maintenir le corps. Selon la taille du serpent, des personnes supplémentaires peuvent être nécessaires pour porter le corps du serpent. Une personne par mètre de serpent est recommandée (de la Navarre, 2006 ; Dyer et Cervasio, 2008 ; Tessier, 2009c).

Table des matières

TABLE DES ILLUSTRATIONS
LISTE DES ABRÉVIATIONS
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1 TECHNIQUES DE PRÉLÈVEMENT CHEZ LES PETITS MAMMIFÈRES
1.1 CONTENTION ET ANESTHÉSIE
1.1.1 Contention
1.1.2 Tranquillisation et anesthésie
1.2 PRÉLÈVEMENTS DE SANG
1.2.1 Matériel et indications
1.2.1.1 Aiguilles et seringues
1.2.1.2 Tubes
1.2.2 Techniques de prises de sang
1.2.2.1 Chez le furet
1.2.2.2 Chez le lapin
1.2.2.3 Chez le cochon d’Inde
1.2.2.4 Chez les petits rongeurs
1.3 PRÉLÈVEMENTS D’URINES
1.3.1 Miction spontanée
1.3.2 Pression vésicale
1.3.3 Sondage urinaire
1.3.3.1 Chez le furet
1.3.3.2 Chez le lapin
1.3.3.3 Chez le cochon d’Inde
1.3.4 Cystocentèse
1.4 PRÉLÈVEMENTS DE FÈCES
1.5 PRÉLÈVEMENTS EN DERMATOLOGIE
1.5.1 Les calques
1.5.1.1 Calque par impression
1.5.1.2 Test à la cellophane adhésive (« Scotch test »)
1.5.1.3 Écouvillonnage
1.5.2 Prélèvement de cérumen
1.5.3 Raclage cutané
1.5.4 Observation à la lampe de Wood
1.5.5 Trichogramme
1.5.6 Prélèvements pour culture mycologique
1.5.7 Prélèvements pour analyse bactériologique
1.5.8 Cytoponction de masses cutanées ou sous-cutanées
1.5.9 Biopsies cutanées
2 TECHNIQUES DE PRÉLÈVEMENT CHEZ LES OISEAUX
2.1 CONTENTION ET ANESTHÉSIE
2.1.1 Contention
2.1.2 Anesthésie
2.2 PRÉLÈVEMENT DE SANG
2.2.1 Matériel et indications
2.2.1.1 Aiguilles et seringues
2.2.1.2 Tubes
2.2.2 Techniques de prises de sang
2.3 PRÉLÈVEMENTS DE FIENTES
2.3.1 Prélèvement d’urine
2.3.2 Prélèvement de fèces
2.4 PRÉLÈVEMENTS CUTANÉS
2.4.1 Observation directe
2.4.2 Calques
2.4.3 Raclage cutané
2.4.4 Cytologie de pulpe
2.4.5 Digestion de plume
2.4.6 Prélèvements de lésions pour analyse bactériologique
2.4.7 Biopsie cutanée
3 TECHNIQUES DE PRÉLÈVEMENT CHEZ LES REPTILES
3.1 CONTENTION ET ANESTHÉSIE
3.1.1 Contention
3.1.1.1 Chéloniens
3.1.1.2 Ophidiens
3.1.1.3 Sauriens
3.1.2 Sédation et anesthésie
3.2 PRÉLÈVEMENT DE SANG
3.2.1 Matériel
3.2.1.1 Aiguilles et seringues
3.2.1.2 Tubes
3.2.2 Techniques de prises de sang
3.2.2.1 Chéloniens
3.2.2.2 Ophidiens
3.2.2.3 Sauriens
3.3 PRÉLÈVEMENTS D’URINES
3.3.1 Urines émises spontanément
3.3.2 Cystocentèse
3.3.3 Cathétérisme de l’urètre
3.4 PRÉLÈVEMENTS DE FÈCES
3.5 PRÉLÈVEMENTS CUTANÉS
3.5.1 Ectoparasites
3.5.2 Calques et raclages cutanés
3.5.3 Prélèvements pour culture mycologique et analyse bactériologique
3.5.4 Cytoponction de masses
3.5.5 Biopsies
DEUXIEME PARTIE : CRÉATION DU SUPPORT PEDAGOGIQUE MULTIMÉDIA
1 MOYENS PÉDAGOGIQUES DISPONIBLES POUR L’ENSEIGNEMENT NAC
1.1 PLACE DE L’ENSEIGNEMENT NAC DANS LE CURSUS VÉTÉRINAIRE À L’ENVA
1.2 MOYENS PÉDAGOGIQUES À DISPOSITION DES ÉTUDIANTS
2 OBJECTIFS DU PROJET PÉDAGOGIQUE
2.1 OBJECTIFS PÉDAGOGIQUES
2.2 UN OUTIL SIMPLE ET UTILE
3 CHOIX D’UN SUPPORT MULTIMÉDIA
3.1 UTILISATION DE LA VIDÉO
3.2 CHOIX DU SUPPORT MULTIMÉDIA
4 CRÉATION DU SUPPORT MULTIMÉDIA
4.1 RÉALISATION DES PLANS ET DES SÉQUENCES VIDÉOS
4.2 MONTAGE
4.3 EXPORTATION DES SÉQUENCES VIDÉOS
4.4 CRÉATION D’UN DOCUMENT COMPLÉMENTAIRE AUX TECHNIQUES DE PRISE DE SANG
4.5 CRÉATION D’UN QUESTIONNAIRE D’AUTO-ÉVALUATION
4.6 INTÉGRATION À EVE
5 DISCUSSION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXE 1 : DIAPORAMA D’ACCOMPAGNEMENT DES VIDÉOS
ANNEXE 2 : QUESTIONNAIRE D’AUTO-ÉVALUATION

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