Surface spécifique foliaire (SSF) et teneur en matière sèche foliaire (TMSF)

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Population et activités

D’une superficie totale de 576 km², la communauté rurale de Djilor a une densité de 50 habitants au km². Cette densité est en deçà de la moyenne nationale qui est de 71 habitants au km². Toute-fois, ce chiffre cache des disparités car la population est très inégalement répartie dans les 54 vil-lages et 8 hameaux que compte la collectivité locale.
La population de la communauté rurale de Djilor est composée de plusieurs ethnies mais les Sé-rères demeurent majoritaires avec 60% de la population. Outre les sérères, on y rencontre des Peuls (25 %), des Wolofs (10%) et d’autres ethnies dans les (5%) restant composées essentielle-ment de Diolas, Socés, Mancagnes, Bambaras, Maures etc.
Avec plus de 70% de la population qui s’active dans l’agriculture, ce secteur demeure la principale activité dans la communauté rurale de Djilor. Les principales cultures développées sont : des cul-tures de rente (arachide, coton, pastèques, etc.), vivrières (mil, maïs, sorgho et riz) et de diversifi-cation (bissap, manioc, etc.). Outre cette activité, les populations s’adonnent également à l’élevage. L’élevage qui participe à réduire la vulnérabilité des ménages à l’insécurité alimentaire. En plus de leur rôledans la traction, les animaux fournissent de la matière organique qui est utili-sée pour la fertilisation des champs.

Matériel végétal

Le matériel végétal utilisé est la variété CE 180 33 de Sorghum bicolor (L.) Moench qui appartient à la famille des Poacées. Le sorgho est la cinquième grande culture céréalière mondiale après le riz, le maïs, le blé et l’orge. En Afrique, il arrive à la seconde place après le maïs en termes de produc-tion. Selon Fall et Lô (2009), le sorgho (Sorghum bicolor) est, après le mil, la deuxième céréale plu-viale cultivée au Sénégal, avec une superficie totale estimée à plus de 230 000 ha pour une pro-duction nationale de 147 000 t.
Il pousse dans des terrains secs, tolère bien la chaleur des sols détrempés ou salés, des qualités idéales pour la zone semi-aride à forte concentration de pauvreté. Pour une même surface culti-vée, le sorgho consomme deux fois moins d’eau que le maïs pour une valeur nutritionnelle com-parable et huit fois moins que la canne à sucre.
Au sein des variétés traditionnelles de sorgho, des 5 races cultivées (Harlan et De Wet, 1972), quatre sont présentes dans la zone dont Bicolor, Guinea, Caudatum et Dirra avec une très grande prépondérance de la race guinea. La race Kafir d’Afrique Australe est absente. Les variétés amé-liorées proposées sont essentiellement la race Caudatum et la variété améliorée CE 180-33 (syno-nyme : 87-7) Caudatum de l’ISRA. Cette dernière est utilisée dans le cas de notre étude (ISRA ITA-CIRAD, 2005, Fall 2013). Cette variété a une tige réduite (2 m de hauteur) et produit des grains blanc mat et se caractérise par un cycle semi-épiaison de 65 jours et semi-maturité de 90 jours (Fall, 2013) avec un rendement de 2,8 à 5 t (ISRA ITA-CIRAD, 2005).
Du point de vue agronomique, cette variété se caractérise par une bonne vigueur à la levée et résistance à la verse. En plus de sa tolérance à la sécheresse, elle est aussi peu sensible au charbon allongé et assez tolérante à la moisissure des grains. Un de ses aspects culinaires qui pourrait faci-liter son adoption en milieu Sérère est sa bonne aptitude pour la préparation de couscous.

Teneur Relative en Eau (TRE)

Sur chaque plant sélectionné, une feuille est coupée avant le levé du soleil puis gardée au frais dans un sac en plastique noir fermé et maintenu à l’obscurité. Une fois au laboratoire, un frag-ment est prélevé sur chaque feuille puis pesé afin d’obtenir le poids frais. La réhydratation des échantillons est faite dans des tubes en Polyvinylchlorure (PVC) contenant du coton imbibé d’eau distillée au fond. Les tubes sont ensuite scellés avec du parafilm et placés à l’obscurité à 25 °C pendant 24 heures.
Après réhydratation, les échantillons sont sortis et essuyés puis pesés immédiatement afin d’obtenir le poids à la turgescence. Les échantillons sont ensuite séchés à l’étuve (70°C) jusqu’à poids constant. La teneur relative en eau a été calculée à partir de la formule : TRE (%) = [(Poids frais – Poids sec) / (Poids turgescence – Poids sec)] x 100

Surface Foliaire Spécifique (SFS)

Pour évaluer la SFS, une feuille est prélevée sur trois individus tirés au hasard parmi les 35 indivi- dus centraux de chaque parcelle élémentaire. Les feuilles sont scannées séparément puis leur sur-face calculée à partir du logiciel Midebmp01. Les échantillons de feuilles sont séchés à l’étuve jusqu’à poids constant. La surface SFS est obtenue par le rapport entre la surface foliaire et le poids sec de la feuille. SFS (m2/kg) = Surface de la feuille / Poids sec de la feuille

Teneur en Matière Sèche (TMS)

Pour caractériser la TMS, des échantillons de feuilles fraîchement prélevées sur les individus sé-lectionnés sont pesés pour déterminer le poids frais. Ces échantillons sont ensuite mis dans des enveloppes et séchées à l’étuve jusqu’à poids constant. La teneur en matière sèche de la feuille (TMS) est obtenue en divisant son poids sec par son poids frais (mg/g) soit : TMS (mg/g) = Poids sec / Poids frais

Teneur en chlorophylle

Pour évaluer la teneur en chlorophylle, des mesures ont été effectuées sur les feuilles des plants de sorgho à l’aide du Chlorophyll Meter SPAD-502 Plus de Konica Minolta (Photo 3).
Le Chlorophyll Meter SPAD-502 Plus permet de réaliser des mesures instantanées de la teneur en chlorophylle sans endommager les feuilles de la plante. Après étalonnage de la pince photosen-sible, trois mesures sont effectuées à trois niveaux différents de la feuille (Photo 3) sur chacun des trois plants tirés au hasard par traitement et dans chaque bloc.

Fluorescence quantique

Les mesures s’effectuent sur le terrain à l’aide d’un fluorimètre portatif Handy Plant Efficiency Analyser (Photo 4 A) avec une résolution de 10 secondes et de manière non destructive à la suite d’une simulation des conditions d’obscurité par des clips. Les clips sont des pinces dont la partie se trouvant en contact avec la face supérieure de la feuille comporte une fenêtre de lecture pou-vant être obstruée au moyen d’une plaque métallique coulissante (Photo 4 B). Pour simuler l’obscurité et ainsi interrompre la photosynthèse et vider la chaîne de transfert d’électrons, les clips sont positionnés sur la feuille pendant 30 mn avant d’effectuer les mesures (Photo 4 C).
L’ouverture du clip positionné sur la feuille s’effectue en coulissant la plaque métallique pour fixer l’interface optique du Fluorimètre au clip afin d’envoyer un flash de lumière défini (intensité de 3 500 µmols m-²s-1 et longueur d’onde de 627 nm) sur la surface test pour rétablir la photosyn-thèse pour lequelle la fluorescence de la plante au cours du temps est connue. Les accepteurs d’électrons du PS II deviennent ainsi saturé et l’énergie lumineuse qui n’est pas absorbée par la plante est réémise sous forme de fluorescence, laquelle est piégée par un capteur et numérisée puis enregistrée dans la mémoire de fluorimètre. Les données stockées sont ensuite transférées dans un ordinateur puis le dépouillement réalisé à l’aide d’un tableur Excel.

La conductance stomatique

Le poromètre LI-COR 1600 (Photo 5 A) a été utilisé lors des mesures de la conductance stoma-tique des individus dans les différentes parcelles. Cet appareil détermine les pertes d’eau d’une feuille placée sur sa cuvette en mesurant le flux d’air sec nécessaire pour maintenir une humidité relative constante.
Les mesures ont été effectuées sur les trois individus en positionnant le commutateur de l’appareil à « FLOW » et en pinçant la feuille du sorgho dans la chambre de mesure (Photo 5 B). En observant l’aiguille du fluxmètre, le fait d’appuyer sur le bouton « HOLD SWITCH » vers la gauche permet de fixer les données de la mesure avant la lecture des valeurs mesurées en posi-tionnant le commutateur sur LEAF TEMP. (Température de la feuille) et DIFF.RES. (Résistance stomatique calculée ou la conductance stomatique). Ces valeurs enregistrées automatiquement peuvent aussi être téléchargées dans un ordinateur puis dépouillées par un tableur Excel.

Rendement en grain et en résidus de récolte

La récolte a été effectuée sur les trois blocs de parcelles de sorgho CE 180 33 amendées et té-moin. Pour la récolte des échantillons, la méthode des carrés de rendement a été appliquée pour chaque parcelle élémentaire autour des trois individus tirés au hasard lors des suivis des para-mètres physiologiques (Photo 6 A). Les carrés de rendement étaient de 1m2.
Après la récolte de la biomasse aérienne, les épis sont séparés des tiges et des feuilles (Photo 6 B). Le poids des échantillons de graine a été obtenu après avoir séparé les raffles des graines suivi d’un séchage à l’étuve jusqu’à poids constant. Le poids des résidus de récolte correspond aux poids des tiges, feuilles et raffles par traitement après séchage à l’étuve jusqu’à poids constant.

RESULTATS

Teneur relative en eau (TRE)

Les teneurs relatives en eau (Figure 3) sont en valeur absolue plus élevées dans les parcelles trai-tées avec du biofertilisant (59,1 %) et avec de l’engrais 15-15-10 (55,9 %). Ces derniers sont signi-ficativement différents de la parcelle témoin d’après l’ANOVA et le test de comparaison des moyennes de Fisher appliqués au seuil de 5%.

Surface spécifique foliaire (SSF) et teneur en matière sèche foliaire (TMSF)

L’ANOVA et le test de comparaison des moyennes de Fisher au seuil de 5% portés sur les don-nées de la surface spécifique foliaire (SSF) et le teneur en matière sèche foliaire (TMSF) montrent une différence significative entre les traitements (Figue 4).
Les valeurs moyennes respectives de SSF et TMSF sont de 23,7 m²/kg et 199,9 mg/g pour les parcelles de Biofertilisant et 14,2 m²/kg et 197,3 mg/g pour les parcelles amendées avec de l’engrais NPK. Ces valeurs de SSF et la TMSF sont relativement plus importantes dans ces par-celles que pour les autres traitements.

Teneur en chlorophylle et conductance stomatique

L’analyse de variance et le test de comparaison de Fisher au seuil de 5% portés sur les données de la teneur en chlorophylle (Figure 5) révèlent une différence significative entre les moyennes en-registrées sur les parcelles témoin et celles amendées avec de l’engrais NPK et du biofertilisant . Pour la conductance stomatique (Figure 6), les moyennes des parcelles amandées par des ordures ménagères se discriminent de celles témoin.

Rendements en graines du sorgho CE 180-33

Les rendements du sorgho (CE 180 33) ont varié de plus 50 kg/ha pour les parcelles traitées à base du biofertilisant et 227,4 Kg/ha pour les parcelles ayant reçu l’engrais NPK 15-15-10. L’ANOVA et le test statistique de Fisher au seuil de 5% ont donc montré que le rendement en graines de sorgho (CE 180-33) a été est significativement plus important sur les parcelles traitées avec l’engrais NPK et le biofertilisant que sur les parcelles témoin (Figure 7).

Résidus de récolte de la variété de Sorgho CE 180-33

L’analyse portée sur les données de résidus de récoltes de la variété de sorgho (CE 180-33) per-met de discriminer les parcelles traitées avec de l’engrais NPK 15 15 10 avec un rendement de 357 kg/ha des autres parcelles (Figure 8). En outre, un effet traitement apparaît sur les parcelles amendées par le biofertilisant (128,4 kg/ha) comparées aux parcelles témoin. Les autres traite-ments ne dépassent guère 28kg/ha.

DISCUSSION ET CONCLUSION

Discussion

La présente étude vise à caractériser l’impact des amendements sur les traits photosynthétiques et les rendements de la variété CE 180-33 de Sorghum bicolor introduite dans les périmètres aménagés de terres salées de a vallée de Djifa.
La TRE de même que le SSF et la TMSF sont de bons indicateurs de l‘état hydrique de la plante (Garnier et al.,, 2004). Les teneurs relatives en eau des plants des parcelles traitées avec du biofer-tilisant (59,1 %) et de l’engrais NPK (55,9 %) plus élevées en valeur absolue semblent être moins stressés.
En condition de stress hydrique, les processus photosynthétiques sont affectés provoquant ainsi une perturbation de nombreux processus physiologiques et métaboliques comme le soulignent Büssis et al. (1998, in Kasraoui, 2004). Elle s’accompagne d’une perte de turgescence suivie de la fermeture des stomates (Braham, 1997, in Kasraoui, 2004) permettant ainsi à la plante de réduire ses pertes d’eau par transpiration (Tardieu et Dreyer, 1997).
Certains auteurs soulignent que cette modification peut aussi s’accompagner d’une réduction de la surface spécifique foliaire (Lawlor, 2002 ; Farineau et Morot Gaudrey, 2006). Les plants soumis à un stress salin limitent ainsi leur perte d’eau en réduisant la transpiration suite à une fermeture des stomates ou à une diminution de la surface évaporante. Les plants témoins avec une surface foliaire et une teneur en matière sèche plus faibles semblent être plus stressés. En outre, les par-celles traitées avec le fumier et les ordures ménagères comportent les plants à SSF plus faible que celles traitées avec du biofertilisant.
A l’exception des plants des parcelles traitées avec du biofertilisant, tous les plants suivis des par-celles témoins et des quatre autres traitements sont à SSF et à TMS plus faibles. Cette réduction des traits foliaires notée en condition de stress salin pour cette variété de sorgho a été signalée par Diagne (2000) et Diouf (2003) chez Acacia tortilis soumis à un stress hydrique en zone sahélienne. Ces faibles valeurs de SFS et de TMS indiqueraient un développement limité de surface photo-synthétique suite à l’acquisition de ressources limitées dans les habitats à faible productivité (Reich, 1997 ; Aerts et al., 1993 ; Diagne, 2011) avec une longévité des organes importants et une capacité de stockage des nutriments dont l’azote dans les feuilles (Grime, 1977 ; Westoby, 1988). Lors d’un déficit hydrique, la réduction de la surface foliaire est associée à une diminution de l’expansion foliaire plus qu’à une sénescence accélérée des feuilles comme le révèlent Diagne (2000), Diouf (2003), Parry et al. (2005) Lebon et al. (2006) et Diagne (2011). Cependant, si le stress persiste, on assiste à une réduction de la vitesse de croissance foliaire suivi d’un arrêt de l’extension foliaire (Parida et Das, 2005). Ces processus qui affectent la photosynthèse, la syn-thèse des protéines et d’autres métabolismes énergétiques conduisent à la réduction de synthèse et du stockage de réserve foliaire par le plant modifiant ainsi sa teneur en matière sèche foliaire (TMS).
Les valeurs élevées de TMS dans les parcelles traitées avec du biofertilisant et de l’engrais indique-raient une bonne stratégie de conservation des ressources comme le signalent Chapin (1980) et Craine et al. (1999). Cette stratégie permet aux plantes de synthétiser et d’accumuler plus de ré-serves dans les tissus foliaires feuilles (Reich et al., 1997) et de minimiser les besoins nutritifs (Be-rendse et Aerts, 1987) en conditions de stress. Un tel comportement physiologique faciliterait le maintien de certains végétaux sur les sols affectés par la salinité qui se caractérisent par une dé-gradation de leur structure (Anonyme, 2009) et une faible nitrification (Mengel et Kirkby, 1982).
Les parcelles traitées avec de l’engrais ont une teneur en chlorophylle plus élevée comparée aux parcelles des témoins. En effet, l’engrais et le biofertilisant sont des matières finies directement utilisable par les plantes comparés aux autres traitements qui nécessitent une décomposition. La décomposition est très lente liée à la faible teneur en microorganismes ; ce qui fait que les sols salés sont pauvres en Azote.
La salinité des sols provoque un déséquilibre ionique du fait qu’il y a une compétition entre les ions K, Na, Cl, Ca. L’apport de ces amendements surtout l’engrais et le biofertilisant permet de ralentir ou supprimer cette compétition du fait que Na sera remplacé par K. ce dernier entre en jeu dans les phénomènes d’ajustement osmotiques lorsque la solution du sol devient très salée. L’ajustement osmotique permet à la plante de maintenir ses stomates ouverts, donc d’assure ses activités photosynthétiques. Il en résulte un taux de chlorophylle plus important pour les parcelles traitées avec de l’engrais et du biofertilisant que dans les autres parcelles. Des études ont montré que chez la plupart des plantes, l’accroissement de la salinité s’accompagne d’une diminution des pigments chlorophylliens. L’augmentation des teneurs en chlorophylle totale est la conséquence de la réduction de la taille des cellules foliaires sous l’effet d’un stress hydrique qui engendre une plus grande concentration (Siakhène, 1984). Par contre, la chute des teneurs en chlorophylle est la conséquence de la réduction de l’ouverture des stomates visant à limiter les pertes en eau par évapotranspiration et par augmentation de la résistance à l’entrée du CO2 atmosphérique néces-saire à la photosynthèse (Bousba et al., 2009). La quantité de la chlorophylle des feuilles peut être influencée par beaucoup de facteurs tels que l’âge des feuilles, la position des feuilles, et les fac-teurs environnementaux tels que la lumière, la température et la disponibilité en eau (Hikosaka et al., 2006).
Pour limiter la transpiration tout en assurant l’absorption du CO2 nécessaire à la photosynthèse, l’économie de l’eau dans le végétal se traduit par une turgescence des cellules entraînant ainsi une dilution de la chlorophylle (Slayter, 1974) en condition de stress. Les résultats de Tahri et al., (1997) indiquent que l’augmentation de la teneur en proline foliaire sous l’effet du stress est suivie par un abaissement dans les teneurs en pigments chlorophylliens totaux (Chlorophylles a et b). De plus, Tahri et al., (1997) révèlent une certaine proportionnalité, mais inverse, entre les teneurs en proline accumulées et les teneurs en pigments chlorophylliens perdues. Ainsi la variété qui accumule plus de proline est aussi celle qui connaît la plus forte diminution de ses teneurs en pigments chlorophylliens et vice versa (Tahri et al., 1997). La teneur en chlorophylle constitue donc un bon indicateur du seuil de tolérance au stress hydrique comme le signale Guettouche (1990).
Les valeurs de conductance stomatique plus élevée sur les parcelles traitées avec des ordures mé-nagères pourraient s’expliquer par un degré d’ouverture des stomates plus élevée sur ces par-celles que celles témoins. Ces faibles valeurs obtenues sur les parcelles témoins dont les plants sont plus stressés corroborent les résultats de Bousba et al., (2009) pour le blé qui répond au stress hydrique par une augmentation dans la résistance stomatique. La fermeture prolongée des stomates entraîne l’arrêt des processus photosynthétiques pouvant ainsi induire une réduction du rendement (Bousba et al., 2009). Du point de vue physiologique, la présence considérable de sel dans le sol affecte plusieurs activités métaboliques notamment la synthèse de protéines et d’autres acides nucléiques, l’accumulation de solutés organiques, ainsi que la balance hormonale (Levigne-ron et al., 1995 ; Bell, 1999). Ces auteurs révèlent que les fortes concentrations de sels dans le sol entrainent des lésions au niveau du plasmalemme, des changements de la structure et la perméa-bilité de la couche lipidique des cellules racinaires aux biomolécules et réduisent les flux respira-toire et photosynthétique. Ces modifications entravent le contrôle de l’ouverture et de la ferme-ture des stomates qui permettait à la plante de réduire les pertes en eau et ainsi, maintenir une teneur en eau des tissus élevés (Djekoun et Planchon, 1992 ; Djekoun et Ykhlef, 1996). Il s’ensuit une réduction des processus photosynthétiques et donc des rendements.
La conductance stomatique est un indicateur du taux de transpiration foliaire et donc de l’état hydrique de la plante. La transpiration foliaire est régulée par les stomates (Jarvis et Morison, 1981; Meinzer, 1993). En tant qu’indicateur du niveau de transpiration, la conductance stoma-tique est directement liée aux échanges gazeux, d’où sa forte corrélation avec la photosynthèse. La fermeture des stomates entraîne une réduction de la conductance stomatique et de la photosyn-thèse qui s’accompagne d’une augmentation de la température foliaire. Selon Leigneron et al. (1995) et Bell (1999), les fortes concentrations de sels dans le sol réduisent les flux transpiratoire et photosynthétique.
Les rendements en grain des parcelles traitées avec de l’engrais NPK et du biofertilisant sont si-gnificativement différents de ceux des autres parcelles. L’apport du NPK et du biofertilisant semble améliorer l’alimentation hydrominérale des plants du sorgho CE 180 33 dans ces par-celles. Cette modification du statut hydrominérale semblerait être à l’origine de l’accroissement des rendements en graines et en résidus de récolte dans ces parcelles amendées avec de l’engrais et du biofertilisant. Sur les autres parcelles surtout celles témoins, le rendement est très faible voir nul. Ce faible rendement pourrait résulter de l’effet du stress salin dans ces parcelles témoins comme le signale Tester et Davenport (2003). Ces auteurs indiquent que la salinisation des sols, fléau majeur, serait à l’origine de la baisse des rendements agricoles suite à une réduction de la croissance et le développement des plantes. Cette inhibition de la croissance des plantes peut être due soit à une toxicité ionique (surtout de Na+ et Cl-) soit à un stress osmotique ou une perturba-tion nutritionnelle (Greenway et Munns, 1980 ; Levigneron et al., 1995). Tambussi et al., (2007)révèlent aussi qu’une diminution des teneurs en Chlorophylles perturbe le mécanisme pho-tosynthétique des parties supérieures de la plante, feuilles et épis, altérant sévèrement le remplis-sage des grains et affectant ainsi le rendement.

Table des matières

INTRODUCTION
CHAPITRE 1 : MATERIEL ET METHODES
1.1. Site d’étude
1.1.1. Climat
1.1.2. Relief et sols
1.1.3. Ressource hydrique
1.1.4. Végétation
1.1.5. Population et activités
1.2. Matériel végétal
1.3. Méthodologie
1.3.1. Dispositif expérimental
1.3.2. Teneur Relative en Eau (TRE)
1.3.3. Surface Foliaire Spécifique (SFS)
1.3.4. Teneur en Matière Sèche (TMS)
1.3.5. Teneur en chlorophylle
1.3.6. Fluorescence quantique
1.3.7. La conductance stomatique
1.3.8. Rendement en grain et en résidus de récolte
1.3.9. Traitement de données
CHAPITRE 2 : RESULTATS
2.1. Teneur relative en eau (TRE)
2.2. Surface spécifique foliaire (SSF) et teneur en matière sèche foliaire (TMSF)
2.3. Teneur en chlorophylle et conductance stomatique
2.4. Rendements en graines du sorgho CE 180-33
2.5. Résidus de récolte de la variété de Sorgho CE 180-33
CHAPITRE 3 : DISCUSSION ET CONCLUSION
3.1. Discussion
Conclusion et Perspectives
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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