Surcharge des échantillons plasmatiques

L’erreur

La prévention des erreurs médicales est un L’hémolyse, le caractère ictérique ou lactescent d’un échantillon plasmatique peuvent interférer avec la mesure d’un analyte. Ces variables pré mesures difficiles à mettre en évidence et à contrôler. L’erreur totale analytique se définit comme la différence entre la valeur mesurée d’une grandeur et sa valeur vraie. C’est la somme de l’erreur systématique (erreur de justesse) et de l’erreur aléatoire (défaut de fidélité). En biologie médicale, la valeur vraie n’étant généralement pas connue on préfère exprimer la variabilité totale des résultats d’une méthode à l’aide de l’incertitude de mesure. L’erreur totale quant à elle correspond à l’erreur totale a de l’analyse de risque portant sur l’ensemble du processus depuis la prescription jusqu’à l’utilisation du résultat. Tous ces éléments qui peuvent ne pas être quantifiables, s’ajoutent à l’erreur totale analytique. Outre la sensibilité et la spécificité des méthodes d’analyse, les fabricants de trousses diagnostics et de kits réactifs fournissent des informations concernant la sensibilité de leurs produits aux principales interférences. Ces informations peuvent être des cas elles prennent la forme d’un index ou seuil à partir duquel le résultat est potentiellement faussé.

Hémolyse

L’hémolyse consiste en la rupture de la membrane plasmique de l’érythrocyte avec pour conséquence la libération de son contenu intracellulaire dont une quantité importante d’hémoglobine. Après centrifugation de l’échantillon de sang total, l’hémolyse se caractérise par une coloration rosée à rouge du plasma ou du sérum. L’intensité de cette coloration varie selon la concentration d’hémoglobine libre. Physiologiquement, on peut retrouver de l’hémoglobine libre dans le plasma à des concentrations inférieures à 0.02 g/L (1.2 μmol/L) ou dans le sérum à des concentrations inférieures à 0.05 mg/L (3.1 μmol/L). L’hémolyse, visuellement détectable pour des concentrations d’hémoglobine libre d’environ 0.1 à 0.3 g/L (6.2 à 18.6 μmol/L), est clairement visible pour une lyse de 0.5% des globules rouges correspondant à 0.5 g/L (31 μmol/L) d’hémoglobine libre. (4,5) La détection visuelle de l’hémolyse peut toutefois être entravée par un aspect ictérique ou lactescent de l’échantillon. On distingue l’hémolyse in vivo de l’hémolyse in vitro liée au traitement pré-analytique de l’échantillon.

L’hémolyse in vivo correspond à une hémolyse intravasculaire, aiguë ou chronique. Il s’agit d’une destruction exagérée des hématies normalement produites, dont la durée de vie se trouve ainsi raccourcie. Elle se traduit le plus souvent par une anémie. Les causes des situations d’hémolyse peuvent être corpusculaires (liées à une anomalie du globule rouge : membrane, hémoglobine ou enzyme) ou extra-corpusculaires d’origine immunologiques (auto-anticorps, allo-anticorps) ou non immunologiques (mécanique, infectieuse ou toxique). Parmi les situations et sujets à risque d’hémolyse mécanique, on peut citer certaines conditions chirurgicales comme la chirurgie cardiaque réalisée sous circulation extra-corporelle (CEC), les sujets ayant bénéficié d’un remplacement valvulaire ou les patients sous assistance circulatoire. Dans un établissement de soin, la prévalence des hémolyses intra-vasculaires d’origine mécanique est proportionnelle à l’activité de chirurgie cardiaque. Cette situation est assez fréquemment observée au sein de l’hôpital Guillaume et René Laennec qui comptabilise plus de 1500 chirurgies sous CEC par an.

Dans l’ensemble de ces situations d’hémolyse in vivo, il est bien entendu indispensable de pouvoir rendre aux cliniciens des résultats biochimiques dans un délai permettant un suivi et une prise en charge optimale du patient. Outre ces situations d’hémolyses intra-vasculaires, l’hémolyse des échantillons est principalement due à des problèmes pré-analytiques (98% des cas). L’ensemble des étapes pré-analytiques et différents facteurs peuvent être mis en cause. Certains relèvent du patient : veines fragiles, ponction difficile, prélèvement capillaire ; d’autres du système de prélèvement : calibre des aiguilles, pression négative élevée dans le tube ; du prélèvement : agitation trop vigoureuse des tubes prélevés ; des conditions de transport : pneumatique, température excessive; et des conditions de centrifugation : vitesse trop importante, re-centrifugation des tubes avec gel séparateur (6,7). En termes de prévalence relative, l’hémolyse est de loin la première cause de « non-conformité » de l’échantillon pouvant conduire à de potentielles interférences. (8,9) Certains laboratoires adoptent des procédures d’exclusion des échantillons hémolysés. Bien que la prévalence des hémolyses intra-vasculaires reste faible, ces méthodes apparaissent risquées notamment si elles sont appliquées de façon systématique, sans distinction et sans connaissance du contexte clinique. Au CHU de Nantes, sur une période de 2 mois (février et mars 2015), la proportion d’échantillons hémolysés était de 2,6% (1427 cas recensés sur 54 910 prélèvements reçus au laboratoire).

Ictère

L’ictère est défini par la coloration jaune-orangée des téguments et des muqueuses due à une accumulation de bilirubine. Ce phénomène qui s’observe également sur le plasma peut résulter de plusieurs mécanismes. L’ictère à bilirubine libre (ou non conjuguée) est principalement dû à l’hémolyse in vivo au cours de laquelle la production importante de bilirubine dépasse les capacités de métabolisation hépatique de la bilirubine. Une augmentation de bilirubine libre peut également résulter d’une immaturité enzymatique ou de toute autre atteinte portant sur le mécanisme de conjugaison de la bilirubine. L’augmentation de la bilirubine conjuguée est le plus souvent le résultat d’un ictère cholestatique. Du fait du recrutement de l’hôpital Guillaume et Renée Laennec, cette situation, fréquente, est celle que nous avons choisi d’étudier au cours de ce travail. Au CHU de Nantes, nous avons évalué que les prélèvements ictériques représentaient 2,4% de l’ensemble des prélèvements de Biochimie Générale. (1045 cas recensés sur 549 915 prélèvements reçus au laboratoire). Visuellement l’aspect ictérique d’un plasma est détectable pour une concentration de bilirubine libre d’environ 25 μmol/L.(10)

Lipémie

La lipémie est un trouble de l’échantillon provoqué par l’accumulation de lipoprotéines. L’aspect lactescent d’un plasma est l’un des signes pouvant évoquer une hypertriglycéridémie. Cette situation est la conséquence d’une augmentation de la production et/ou d’une diminution du catabolisme de lipoprotéines riches en triglycérides : Very Low-Density Lipoproteins (VLDL) et chylomicrons. Les principales causes des hypertriglycéridémies sont entre autres, le diabète, l’abus d’alcool, un syndrome métabolique, un syndrome néphrotique, une hypothyroïdie, l’utilisation de la nutrition parentérale ou de certains médicaments parmi lesquels les inhibiteurs de protéases, les estrogènes et les stéroïdes. (11,12)

En pratique courante, notamment en biologie de ville, un échantillon lipémique est dans la plupart des cas la conséquence d’un repas réalisé avant la prise de sang. La fréquence des échantillons lipémiques varie de 0.5 à 2.5% selon les hôpitaux et la proportion de patients hospitalisés ou non.(13) Certaines études évaluent que ces échantillons lipémiques sont à l’origine de 0.5% des erreurs pré-analytiques au laboratoire.(14) Au CHU de Nantes, les prélèvements lactescents représentent 3,1% de l’ensemble des prélèvements de Biochimie Générale. (1729 cas recensés sur 549 912 prélèvements reçus au laboratoire). La lipémie peut être détectée visuellement pour une concentration de triglycérides dépassant 3.4 mmol/L.(13)

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Table des matières

INTRODUCTION GÉNÉRALITÉS
I. L’erreur
II. Substances interférentes
1. Hémolyse
2. Ictère
3. Lipémie
III. Mécanismes d’interférence
1. Effet pré-analytique
1. Interférences d’apport
2. Interférences chimiques
2. Interférences physiques
1. Interférences liées à la modification de la matrice
2. Interférences de détection et interférences spectrales
3. Interférences chimiques
IV. Détermination des indices sériques
V. Objectifs de l’étude
MATÉRIELS ET MÉTHODES
I. Constitution des pools de plasma
II. Surcharge des échantillons plasmatiques
1. Préparation de l’hémolysat
2. Surcharge en hémoglobine des échantillons plasmatiques
3. Surcharge en Intralipid® des échantillons plasmatiques
4. Surcharge en bilirubine des échantillons plasmatiques
III. Instrumentation
1. Techniques de dosage
2. Paramètres étudiés
1. Interférence de l’hémolyse
2. Interférence de la lipémie
3. Interférence de l’ictère
3. Mesure des indices sériques
4. Principe de dilution automatique
IV. Présentation des résultats – Statistiques
RÉSULTATS
I. Corrélation
1. Hémolyse
2. Lipémie
3. Ictère
II. Alanine Amino-Transferase
III. Albumine
IV. Aspartate amino transferase
V. Acide urique
VI. Calcium
VII. Créatine kinase
VIII. Créatinine
IX. CRP
X. Cholestérol total
XI. Gamma-Glutamyl Transferase
XII. Glucose
XIII. HDL-Cholestérol
XIV. Lactate deshydrogénase
XV. Lipase
XVI. Myoglobine
XVII. Magnésium
XVIII. NT ProBNP
XIX. Phosphore
XX. Phosphatase Alcaline
XXI. Protéines totales
XXII. Protéine S100 β
XXIII. Triglycérides
XXIV. Troponine T hs
XXV. Urée
DISCUSSION
I. Rappel des objectifs
II. Méthodes utilisées
1. Hémolyse
1. Recommandations
2. Avantages et limites de la procédure utilisée
2. Lipémie
3. Recommandations
4. Avantages et limites de la procédure utilisée
3. Ictère
1. Recommandations
2. Avantages et limites de la procédure utilisée
III. Définition de l’interférence significative
1. Recommandations
2. Limite utilisée et état de l’art
IV. Discussion selon le type de surcharge
1. Hémolyse
1. Classement des paramètres
2. Cas de la troponine T
2. Lipémie
1. Classement des paramètres
2. Potentiométrie directe/ indirecte
3. Ictère
1. Classement des paramètres
2. Cas du dosage de la créatinine
V. Quels dosages sont les moins impactés ?
VI. Quelles longueurs d’ondes semblent les plus concernées ?
1. Hémolyse
2. Lipémie
3. Ictère
VII. Selon le sens de l’interférence
1. Hémolyse
2. Lipémie
3. Ictère
VIII. Mesures de prévention et solutions
1. Phase pré-analytique
1. Réalisation des prélèvements, dispositifs utilisés, transport et centrifugation
2. Élimination physique des impuretés
2. Phase analytique
1. Détermination des indices sériques
2. Optimisation des méthodes de dosages et de détection
3. Dilution de l’échantillon
3. Phase post-analytique
IX. L’harmonisation des pratiques, une évolution indispensable
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXES