Soutenance mémoire
Schizogonie érythrocytaire
Très rapidement les mérozoïtes envahissent les érythrocytes. Dans le globule rouge, le parasite prend une forme en anneau, il est appelé alors trophozoïte. Après maturation, le trophozoïte âgé entre dans un processus de division, c’est la schizogonie érythrocytaire. Lorsque le schizonte est mature, les érythrocytes éclatent et libèrent des mérozoïtes. La pénétration du mérozoïte dans l’érythrocyte et sa maturation en trophozoïte puis en schizonte prend 48 ou 72 heures (en fonction de l’espèce). Ces mérozoïtes pénètrent dans de nouveaux globules rouges et débutent un nouveau cycle de réplication. Cette partie du cycle correspond à la phase clinique : la parasitémie s’élève, le sujet devient fébrile, c’est l’accès palustre. En l’absence de traitement, tous les parasites évoluent progressivement au même rythme (on dit qu’ils deviennent synchrones), tous les schizontes érythrocytaires arrivent à maturation au même moment, entraînant la destruction d’un grand nombre de globules rouges de manière périodique, toutes les 48 heures (fièvre tierce de P. falciparum, P. vivax ou P. ovale) ou toutes les 72 heures (fièvre quarte de P. malariae). En pratique, nous observons que la fièvre tierce due à P. falciparum est rarement synchrone. Après un certain nombre de cycles érythrocytaires, certains mérozoïtes subissent une maturation d’une dizaine de jours, accompagnée d’une différenciation sexuée : ils se transforment en gamétocytes mâles et femelles.[49]
L’accès pernicieux
On l’appelle également neuropaludisme ; il est habituellement dù à P. falciparum. Cette encéphalopathie aiguë fébrile résulte d’une intense multiplication des hématozoaires dans les capillaires viscéraux et notamment intracérébraux. L’OMS définit le paludisme sévère comme la présence d’hématozoaires dans le sang, associée à l’un des signes suivants : fièvre à plus de 40°C, pouls à plus de 200 battements/mn, coma d’emblée, état de mal convulsif, hypertonie surtout paroxystique, anémie à moins de 3g/dl, œdème pulmonaire, hépatomégalie, déshydratation et hypoglycémie. [42] Le neuropaludisme atteint les sujets dépourvus d’immunité. En zone de forte endémie, il s’agit surtout des enfants de 4 mois à 4 ans et des sujets neufs récemment transplantés, s’ils négligent leur chimioprophylaxie car l’absence de chimioprophylaxie est un facteur de risque reconnu du paludisme grave[65].
Diagnostic biologique
Diagnostic parasitologique Il permet de faire un diagnostic de certitude de la présence du parasite. Il repose sur la mise en évidence du parasite dans le sang en utilisant deux techniques qui doivent toujours être associées : le frottis et la goutte épaisse. [38]
-Préparation de la goutte épaisse : Elle se prépare par étalement d’une goutte de sang d’un diamètre d’environ 1cm au milieu d’une lame porte objet en effectuant des mouvements en spiral à l’aide du coin d’une autre lame. Après séchage, une deshémoglobinisation à l’eau et une coloration au May Grunwald Giemsa sont effectuées. L’examen microscopique permet de détecter les trophozoites qui apparaissent avec un contour cytoplasmique bleu et une chromatine rouge foncé.
-Préparation du frottis : Il est réalisé de manière standard, laissez sécher les étalements et ne pas les déposer sur une paillasse de laboratoire qui n’est pas à l’abri des mouches au risque qu’ils soient mangés. Lorsque les étalements sont secs, fixez et colorez le frottis mince selon la méthode conventionnelle en faisant attention au pH du colorant; un pH légèrement alcalin (pH = 7.2) est recommandé. Une coloration acide pourrait empêcher la mise en évidence des parasites. Un meilleur résultat est obtenu avec le colorant de Giemsa dilué (1/20). L’observation se fait au microscope à l’objectif x 100. La lecture du frottis mince permet de faire le diagnostic d’espèces en se fondant sur les caractéristiques spécifiques à chacune des quatre espèces plasmodiales. [2]
Nouvelles techniques Ces dernières années, un certain nombre de nouvelles techniques fondées sur le test immunochromatographique du sang complet ont été développées pour le diagnostic de la malaria. Parmi elles, figurent les produits ICT Malaria, P.f/ P.v (pour la détection qualitative et la différenciation des antigènes Plasmodium falciparum et Plasmodium vivax), OptiMalr et les kits Kat-quick. Ces méthodes reposent sur le principe de la détection de la protéine (HRP-2) riche en histidine plasmodiale ou de déshydrogénase de lactate (pLDH) qui est plus spécialisée et étant présente dans les infections de P.falciparum. Plusieurs rapports font état de sensibilité et de spécificité proche des 100% alors que d’autres constatent jusqu’à 6% de réactions croisées en cas de présence du facteur rhumatoïde.
Méthodes immunologiques L’immunofluorescence indirecte, l’hémagglutination, les tests de précipitation (immunodiffusion et électrosynérèse), la méthode immuno-enzymatique ELISA, ont été appliqués au dépistage sérologique du paludisme.
Préparation des isolats
1. Centrifuger les prélèvements sanguins à 25000 tours/mn pendant 5 mn ;
2. Aliquoter les sérums dans de petits tubes puis les conserver à -20°C jusqu’a leur utilisation ;
3. Additionner un volume égal de RPMI non supplémenté au volume de culot globulaire puis centrifuger de nouveau à 2500 tours/mn pendant 5 minutes et rejeter le surnageant (lavage du culot). Cette étape doit être répétée à 3 reprises, ceci permettra le lavage de l’échantillon afin d’éliminer les composantes de l’immunité qu’il peut comporter (anticorps et leucocytes)
1- Après ces étapes de lavage, on procède au réajustement de la parasitémie qui doit être comprise dans l’intervalle [0,3 -1] et de l hématocrite qui doit être de l’ordre de 2%. Pour ce premier, on dispose de sang de groupe O dépourvu de plasmodium et avec lequel on dilue le culot globulaire de nos échantillons dont la parasitémie est supérieure à 1%, alors que pour l hématocrite, le RPMI supplémenté sert de diluant.
2- Une fois le sérum aliquoté et conservé, le culot globulaire lavé trois fois par le RPMI non supplémenté, la parasitémie ramenée dans l’intervalle [0,3-1%] avec un hématocrite de 2%, on dispose d’un isolat prêt à être incubé avec nos plaques contenant les séries de dilution. En effet, 180 ul de cette préparation sont distribués dans chaque puits.
Chloroquine
L’Étude de la chimiosensibilité in vitro des isolats de Plasmodium falciparum à la chloroquine par la nouvelle méthode DAPI TEST que nous avons effectuée à Thiès durant la période allant du 11 octobre au 28 novembre 2008, nous a permis d’enregistrer un taux de chloroquinorésistance de 35,8%. Ce taux reste élevé par rapport au taux limite d’utilisation d’un médicament fixé par l’OMS qui est de 25%. Ceci renforce l’opinion sur l’arrêt de la chloroquine comme médicament de première intention dans le traitement du paludisme simple. La chloroquino- résistance n’est apparue que 10 à 15 ans après que le médicament ait été utilisé en abondance. Ensuite, l’expansion de la chloroquinorésistance à partir des foyers initiaux d’Amérique du Sud et d’Asie du Sud-est a été régulière et lente [43]. La chloroquinorésistance a nécessité plus de dix ans pour traverser le continent africain d’est en ouest [29]. Pour mieux comprendre cette évolution, il faudrait remonter vers les années 1980 avec l’émergence de la chloroquinorésistance. Au Sénégal, nous avons : En 1984, les travaux de Brandicourt et coll. dans la région de Kaolack montraient un taux de prévalence de la chloroquinorésistance in vitro de 1,4% (9). Il en est de même dans la région de Ziguinchor où le taux s’élevait en 1985 à 2,9% selon Druilhe et coll. (16) Dans le département de Dakar et de Pikine, Bah I. B. [5], en utilisant la technique microscopique de l’OMS, avait obtenu plusieurs résultats à différentes périodes : un taux de chlororésistance de 7% en 1987 ; 9,8% entre 1988-1999 et 31,7% entre 1994- 1995. Les résultats obtenus par Hatin et coll. [21] à Dakar en 1988 donnent un taux de 7,2% Les études menées par Gaye O. et coll. [18] à Dakar en octobre 1988 donnent un taux de résistance de 6% en 1988 alors qu’en décembre 1990 le taux est de 47,5%. Dans les années 1990, nous assistons à une évolution rapide de la chloroquinorésisance. Les mouvements de populations sont retenus comme facteur essentiel de la propagation ainsi que la pression médicamenteuse. La prévalence des souches résistantes fluctue selon les pays et est différente d’une région à une autre. [32] En 1995, Pradines B. et coll. [54] ont obtenu un taux de résistance de 29% dans les villages de Dielmo et Ndiop au niveau du poste de santé de Touba Kouta, dans la région de Fatick. Entre Octobre et Décembre 1996, ils ont realisé un taux de résistance des isolats de Plasmodium falciparum de 49,4% toujours dans les villages de Dielmo et Ndiop. [53] En 2007, Badiane (3) avec la méthode fluorométrique : DAPI TEST, avait noté un taux de résistance de 38,9% Tandis qu’en 2008, Diagne Souleymane [14], par la même méthode, obtenait un taux de résistance de 26,19% largement inférieure à ce que nous avons observé cette année. Tous ces travaux ont eu lieu dans la ville de Thiès. Au Cameroun ; à Yaoundé, les résultats obtenus lors d’une étude menée par Ringwald P. et coll. (60) sur la sensibilité à la chloroquine de 119 isolats de Plasmodium falciparum entre 1991 et 1995 ont donné un taux de 42% de résistance. Au Burkina Faso, une étude effectuée dans un centre de santé de Dioro en 1996 avait mis en évidence un taux de chloroquinorésistance de 9,09%.(26) Au Nigéria; dans la ville d’Ibadan, Oyedeji et coll. [41] ont observé un taux de résistance de 80% en 2003. La résistance à la chloroquine en Afrique résulte en grande partie d’un usage systématique de la chloroquine. Au vu des résultats, la chloroquine ne peut plus être utilisée comme médicament de première intention dans le traitement du paludisme simple.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE: GENERALITES SUR LE PALUDISME
1. Définition
2. Historique
3. Epidémiologie
3.1. Agent pathogène
3.1.1. Classification
3.1.2. Biologie
3.2. Les vecteurs
3.1.1. Classification
3.1.2. Biologie
3.2. Les modes de contamination
3.3. Le réservoir de virus
3.4. La répartition géographique
3.5. Immunité
3.5.1. Immunité naturelle
3.5.2. Immunité acquise
4. Clinique
4.1. Le paludisme de primo-invasion
4.2. L’accès palustre à fièvre périodique
4.3. L’accès pernicieux
4.4. Paludisme viscéral évolutif
4.5. La fièvre bilieuse hémoglobinurique
5. Diagnostic biologique
5.1. Diagnostic parasitologique
5.1.1. Préparation de la goutte épaisse
5.1.2. Préparation du frottis
5.2. Nouvelles techniques
5.3. Méthodes immunologiques
6. Traitement curatif
6.1. Les schizonticides
6.1.1. Les schizonticides naturels
6.1.2. Les schizonticides de synthèse
6.1.3. Les associations schizonticides
6.1.4. Les antibiotiques
6.2. Les gamétocytocides : Primaquine ; Plasmoquine ; Pamaquine
7. Stratégie national pour le traitement du paludisme
7.1. Contexte de justification
7.2. Principes directeurs sur le traitement antipaludique
7.3. Instructions pour l’application des protocoles de traitement
7.4. Directives relatives au traitement du paludisme simple
7.4.1. Principe
7.4.2. Cibles
7.4.3. Cas de la femme enceinte
7.4.4. Présentation
7.4.5. Posologie
7.4.6. Alternative
7.5. Directives relatives au traitement du paludisme grave
7.6. Les stratégies de lutte contre le paludisme
7.7. Prophylaxie du paludisme
7.8. La lutte anti-vectorielle
7.9. La protection de l’homme sain
8. La Chimiorésistance
8.1. Définition
8.2. Mécanismes de la résistance
8.3. Facteurs favorisants de la résistance
8.4. Méthodes d’évaluation de la chimiorésistance
8.4.1.Les tests in vitro
8.4.1.1.Les anciennes méthodes
8.4.1.2.Les nouvelles méthodes
8.4.2.Les tests in vivo
8.4.3.Les Marqueurs de Résistance
8.5. Les niveaux de résistance
8.5.1.Résistance Clinique
8.5.2.Résistance Parasitologique
DEUXIEME PARTIE: TRAVAIL PERSONNEL
I – LE SITE D’ETUDE : LA REGION DE THIES
1. Généralités sur la ville de Thiès
1.1. Description de la ville
1.2. Situation sanitaire
1.3. Endémicité palustre [38]
1.4. Section de lutte antiparasitaire (SLAP)
1.4.1. Domaines d’intervention de la SLAP
2. Période d’étude
3. Population d’étude
3.1. Critères d’inclusion et d’exclusion
3.1.1. Critères d’inclusion
3.1.2. Critères d’exclusion
4. Méthodologie
II – MATERIELS ET METHODES
1. Matériels
2. METHODES
2.1. Prélèvement pour le DAPI
2.2. Technique de diagnostic fluorométrique de la sensibilité de Plasmodium falciparum aux schizonticides (DAPI TEST)
2.2.1.Définition
2.2.2.Structure chimique du DAPI
2.2.3.Principe
2.3. Mode opératoire
2.3.1. Préparation et conservation des antipaludiques pour les tests
2.3.2. Préparation des solutions mères des antipaludiques (tableau I)
2.3.3. Préparation des solutions filles des différentes antipaludiques (Tableau II)
2.4. Préparation et supplémentation du milieu RPMI
2.4.1. Préparation
2.4.2. Supplémentation
2.5. Préparation de la solution Tampon ou DAPI-Buffer
2.5.1. Constituants
2.5.2. Mode opératoire
2.6. Préparation de la solution Tampon-DAPI ou DAPI-BUFFER
2.7. Préparation des séries de dilution sur la plaque de culture (tableau III)
2.8. Préparation des isolats
2.9. Lecture des plaques après 72h d’incubation à 37°C à l’étuve
2.9.1. Préparation des plaques à l étuve après 72h d’incubation à 37°C
2.9.2. Lecture proprement dite
III – ANALYSE DES RESULTATS
1. LES ECHANTILLONS
1.1. Répartition des patients selon l’âge et le sexe (tableau IV)
2. REPARTITION GLOBALE DES SOUCHES SENSIBLES ET RESISTANTES
2.1. Face à l’Artémisinine
2.1.1.Sensibilité et résistance selon l’âge (tableau V)
2.1.2.Sensibilité et résistance selon le sexe (Tableau VI)
2.2. Face à la Pyrimethamine
2.2.1.Sensibilité et résistance selon l’âge (Tableau VII)
2.2.2.Sensibilité et résistance selon le sexe (Tableau VIII)
2.3. Face à la Chloroquine
2.3.1.Sensibilité et résistance selon l’âge (Tableau IX)
2.3.2.Sensibilité et résistance selon le sexe (Tableau X)
2.4. Face à l’Amodiaquine
2.4.1.Sensibilité et Résistance selon l’âge (Tableau XI)
2.4.2.Sensibilité et résistance des souches à l’Amodiaquine selon le sexe (Tableau XII)
2.5. Face à la Méfloquine
2.5.1.Sensibilité et résistance selon l’âge (Tableau XIII)
2.5.2.Sensibilité et résistance selon le sexe (Tableau XIV)
3. REPARTITION DES SOUCHES SENSIBLES ET RESISTANTES DE P. FALCIPARUM SELON LES CINQ ANTIPALUDIQUES ETUDIES
IV – DISCUSSION
CONCLUSION
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