Soutenance mémoire
Aspects de la culture
Sur milieux solides : Les colonies sont de type « S » : régulières, rondes, lisses, brillantes, bombées. Elles sont opaques, crémeuses. Sur gélose MH ou gélose ordinaire, S. aureus produit un pigment doré ou citrin non diffusible ; S. epidermidis synthétise un pigment blanchâtre alors que S. saprophyticus ne produit pas de pigment ou rarement un pigment jaune-orangé. Sur gélose au sang frais, on observe fréquemment une zone d’hémolyse bêta autour des colonies de S. aureus.
En milieu liquide : La croissance bactérienne entraîne un aspect trouble homogène.
Coagulase libre
Elle coagule le plasma humain ou de lapin prélevé sur tube citraté ou oxalaté. Elle se lie à la prothrombine et forme un complexe (staphylothrombine) qui entraîne la polymérisation du fibrinogène en fibrine, puis en caillot protecteur des staphylocoques contre la phagocytose. Elle est sécrétée par S. aureus, S. intermedius et S. hyicus. Cette coagulase, classée en 7 groupes antigéniques, entraîne l’apparition d’anticorps inhibant son activité biologique. Elle joue un rôle dans la formation des thrombophlébites locales suppurées, d’où la diffusion hématogène de S. aureus à partir du foyer primaire.
Résistance aux glycopeptides
Les mécanismes de résistance ne sont que partiellement élucidés ; il s’agit de l’acquisition du gène vanA [20], de l’épaississement de la paroi bactérienne ou de l’hyperproduction de la cible des glycopeptides qui est le résidu D-Ala-DAla. Les souches de S. aureus seront résistantes (GRSA) ou à sensibilité diminuée (GISA). Toute résistance à la vancomycine est croisée à la teïcoplanine [15].
Isolement – Identification
Les produits pathologiques poly-microbiens d’origine humaine sont ensemencés sur gélose de Chapman et les aliments sur gélose de Baird Parker au tellurite. Les produits mono-microbiens sont cultivés en bouillon et/ou sur gélose Trypticase-Soja, gélose Mueller Hinton, gélose au sang. Les milieux sont incubés durant 18-24H en atmosphère aérobie, humide, à +37°C. Les colonies suspectes sont de type S et produisent un pigment jaune or sur gélose Mueller Hinton ou gélose ordinaire. Sur milieu Chapman, la croissance de S.aureus provoque une coloration jaune (acidification du mannitol) alors que sur milieu de Baird-Parker, les colonies sont noires (réduction du tellurite) avec un halo clair (protéolyse) et, plus tardivement, une opacification dans le halo (lipase). Les critères de diagnostic de genre Staphylococcus sont : cocci à Gram (+) groupés en amas ou en grappe de raisin. Il dégrade l’eau oxygénée grâce à une catalase ; ce caractère élimine les streptocoques. Il ne produit pas d’oxydase ; ce qui le différencie des neisseriacées. Il est AAF et fermente le glucose. Le diagnostic d’espèce de S. aureus repose sur la production du pigment jaune doré, la fermentation du mannitol, la production de la coagulase et de la DNAse, la présence de la protéine A. L’identification est parfois complétée dans une perspective épidémiologique par la sérotypie et/ou la lysotypie. La détection des toxines (entérotoxines, exfoliatine, TSS) est réservée à des laboratoires spécialisés ; elle fait appel à des tests d’agglutination (test au latex) et à l’ELISA. La recherche des entérotoxines directement dans les aliments est maintenant usuelle.
Antibiothérapie curative
Le traitement des staphylococcies graves nécessite des antibiotiques bactéricides, généralement prescrits en association. Pour un SASM les pénicillines M constituent le traitement de choix, associées à un aminoside dans les infections graves. Les céphalosporines de 1ère génération et la pristinamycine peuvent être utilisées en deuxième intention. Sont également utiles les macrolides, les lincosamines, l’acide fusidique, la rifampicine et l’association amoxicilline-acide clavulanique (en pratique). En présence de SARM, l’emploi d’un glycopeptides est de règle. Il sera utilisé seul ou en association avec la fosfomycine, la rifampicine, les fluoroquinolones ou l’acide fusidique. La vancomycine et la teïcoplanine sont des antibiotiques de dernier recours pour traiter les infections invasives à SARM. Les nouveaux antistaphylococciques (dalfopristine-quinupristine, linezolide, daptomycine, dalbavancine, telavancine, oritavancine, tigécycline) ont renforcé la gamme des antibiotiques, sans cependant apporter un avantage décisif
DISCUSSION
Au Sénégal, aucune mesure spécifique de prise en charge ou de contrôle des infections à SARM n’existe dans les établissements de Santé. Par ailleurs, en raison de l’absence de système de surveillance permanent et efficient des infections nosocomiales, les données disponibles sur les SARM dans le pays sont fragmentaires et portent presque exclusivement sur le milieu hospitalier. Nos données corroborent ce constat car, à l’instar d’autres travaux réalisés au Sénégal et ailleurs en Afrique [24,25], nos souches de SARM ont été isolées surtout chez les malades hospitalisés (55%). Dans notre étude, S. aureus provient dans 80% des cas des deux plus grands hôpitaux de Dakar ; cela est logique vu leur rythme de fréquentation par les patients. Comme rapporté dans la littérature [26,27], plus de la moitié (58%) de nos souches de S. aureus et 47,5% de nos SARM ont été isolés d’échantillons de pus provenant de la peau ou de tissus mous. Dans cette étude, les patients de sexe féminin étaient plus touchés (58%) que les hommes (42%) par les infections à SARM ; cependant, la différence n’est pas statistiquement significative (Khi² < 3,84). Par contre, nous avons trouvé une différence significative dans la répartition des isolats de SARM selon l’âge (Khi² > 9,49). Les conditions de transmission et de diffusion des souches de SARM sont réunies dans nos hôpitaux et autres structures sanitaires : absence de mesures d’hygiène strictes chez le personnel médical, absence de chambres pour les patients infectés par des SARM. Tout cela, associé à une consommation forte et incontrôlée des antibiotiques, [28] augmente le risque de diffusion communautaire des SARM. En effet, S. aureus, bactérie pyogène de référence, provoque comme lésion habituelle une infection suppurative de la peau ; sa transmission interhumaine a donc lieu le plus souvent lors de contact direct avec cette lésion cutanée par l’intermédiaire des mains ou d’objets divers [29,30, 31]. Par conséquent, à partir des milieux de soins, le risque de transmission et donc de diffusion des SARM sera d’autant plus élevé que la promiscuité et le manque d’hygiène général seront importants. Plus le niveau socio-économique d’un pays diminue, plus les conditions permettant la diffusion de ces souches dans la communauté sont favorables. Depuis une quinzaine d’années, des clones de SARM aux caractéristiques génétiques particulières ont émergé dans le milieu communautaire chez des patients n’ayant jamais eu de contact avec une structure de soins depuis au moins un an ; ils ont commencé à pénétrer dans le milieu hospitalier [32, 33]. Une étude menée entre 2008 et 2010 sur l’épidémiologie de S. aureus en Afrique a montré que lorsque la prévalence des clones communautaires était importante, ces clones diffusaient dans un second temps dans l’hôpital [34]. La présence permanente de parents et d’amis dans les hôpitaux africains ainsi que le transfert de certaines responsabilités à ces personnes, entrainent une augmentation du risque de circulation de clones de S. aureus entre la communauté et l’hôpital. Il faut craindre aussi une diffusion des clones de S. aureus méti-R porteurs des gènes codant la PVL, phénomène qui a déjà débuté en Afrique y compris au Sénégal [34,35, 36]. Par ailleurs, l’homme est en contact avec des clones de SARM spécifiques aux animaux (cochon, chat, cheval, volaille) à l’origine d’épidémies dans la communauté [37,38]. Or, certains dakarois vivent en promiscuité étroite avec ces animaux ; d’où un accroissement du risque d’infections communautaires à SARM. Lors de cette étude, la sensibilité des souches méti-R communautaires n’était pas différente de celle des souches d’origine hospitalière. Les molécules les plus actives sur nos souches de SARM étaient respectivement la vancomycine et le chloramphénicol (100%), suivies par la fosfomycine, la pristinamycine, la lincomycine et l’acide fusidique (76 à 88%). Leur phénotype KTG moyen est d’environ 40% ; la tobramycine a donné les meilleurs résultats (76%) alors que la gentamycine et la kanamycine ont inhibé près de 60% des SARM. Ainsi ces antibiotiques restent actifs, sans une évolution marquée vers la résistance. Quant aux SARM, leur profil de résistance aux autres antibiotiques est très variable selon les régions. Certains auteurs ont rapporté que 4% des SARM sont résistants à la gentamycine ; cette résistance est dissociée de celle à l’oxacilline [18]. Par contre, la résistance à la méticilline est souvent associée à celle de la kanamycine et à la tobramycine, situation que nous avons constatée pour nos SARM. Dans certains pays, quand le taux de souches résistantes à la gentamicine a baissé, celui des souches KTG a aussi baissé ; mais le profil KTG est resté stable car la résistance à la tobramycine n’avait pas diminuée [39]. L’émergence de la résistance à la vancomycine, molécule essentielle pour le traitement des staphylococcies graves caractérisées à souches multirésistantes, est un phénomène inquiétant. De pareilles souches sont encore rarement détectées dans nos hôpitaux. L’avènement de nouveaux antibiotiques anti-staphylococciques a constitué un pas important dans la prise en charge des staphylococcies ; cependant, des souches de S. aureus ont déjà développé des résistances à ces molécules [40].
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : RAPPELS BIBLIOGRAPHIQUES
1. HISTORIQUE
2. CLASSIFICATION
3. CARACTERES BACTERIOLOGIQUES
3.1. Caractères morphologiques
3.2. Caractères culturaux
3.2.1. Milieux de culture
3.2.2. Conditions d’incubation
3.2.3. Aspects de la culture
3.3. Caractères biochimiques
3.4. Caractères antigéniques
3.4.1. Antigènes structuraux
3.5. Substances élaborées
3.6. Mécanismes de la résistance aux antibiotiques
3.6.1. Résistance aux betalactamines
3.6.2. Résistance aux aminosides
3.6.3. Résistance aux glycopeptides
3.6.4. Résistance à d’autres antibiotiques
4. EPIDEMIOLOGIE
4.1. Habitat
4.2. Transmission
4.3. Influence du milieu
5. STAPHYLOCOCCIES
5.1. Infections
5.2. Intoxications staphylococciques
6. DIAGNOSTIC BACTERIOLOGIQUE
6.1. Diagnostic direct
6.2. Diagnostic sérologique
7. ELEMENTS DE THERAPEUTIQUE
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL PROSPECTIF
1. CADRE – PERIODE DE L’ETUDE
2. MATERIEL – METHODES DE L’ETUDE
2.1. Matériel de l’étude
2.2. Méthodes de l’étude
2.2.1. Type de l’étude – Critères
2.2.2. Identification des isolats de S. aureus
2.2.3. Tests de sensibilité aux antibiotiques
3. RESULTATS DE L’ETUDE
3.1. Résultats globaux
3.2. Données concernant les SARM
4. DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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