Soutenance mémoire
Télécharger le fichier pdf d’un mémoire de fin d’études
Epidémiologie
Agents pathogènes
Classification de Sabouraud
Les dermatophytes sont des champignons filamenteux à mycélium cloisonné appartenant à la classe des Ascomycètes, à l’ordre des eurotiales et à la famille des gymnoascaceae Les dermatophytes ont été classés par Sabouraud sur la base du mode de parasitisme. Celui-ci avait dénombré trois genres : Microsporum, Trichophyton et Epidermophyton.
– Le genre Microsporum :
Il englobait les espèces qui parasitent le cheveu selon le mode endo-ectothrix, formant une gaine de spores de petite taille en mosaïque et les cheveux parasités montrent une fluorescence verte à la lampe de Wood.
– Le genre Trichophyton :
Il regroupait les espèces dont certaines ne parasitent que l’intérieur des cheveux (mode Endothrix), d’autre formant en plus, une gaine de spores externes (mode endo-ectothrix). Les cheveux éclairés à la lampe de Wood n’étaient pas fluorescents.
Trichophyton endothrix : Trichophyton tonsurans, Trichophyton violaceum.
Trichophyton endo-ectothrix qui, selon la taille des spores constituant la gaine externe, comportait deux types :
microïde : gaine formée de spores de petites dimensions (2 à 3 μ).
megaspore : gaine faite de grosses spores (6 à 10 μ).
– Le genre Epidermophyton
Il est localisé uniquement au derme et n’attaquant pas le cheveu.
Cette classification avait connu des critiques par rapport à certaines imperfections telles que la création artificielle du genre Achorion, l’hétérogénéité du genre Trichophyton qui regroupait à la fois des endothrix, des microïdes et des megaspores. La différenciation se fait sur la base de l’aspect cultural d’espèces placées dans un même genre selon leur type de parasitisme.
Morphologie
Les dermatophytes sont des champignons filamenteux à mycélium cloisonné. Ils se caractérisent par des asques dispersés sans ordre dans un réceptacle.
Habitat
Le réservoir naturel des dermatophytes est en général le sol et la kératine. Ils y vivent en saprophyte.
De nombreuse espèces ont été isolées (Trichophyton terrestre par exemple).
Il faut cependant noter que certains dermatophytes sont strictement adaptés à la vie parasitaire. Il s’agit, entre autres de Trichophyton violaceum, Microsporum audouinii, Trichophyton rubrum. Le dermatophyte Microsporum canis a pour hôte naturel et réservoir le chat. C’est le plus souvent à partir du chat qu’il se transmet aux autres espèces animales ainsi qu’à l’homme [43].
Mode de contamination
L’origine du mode de contamination par les différentes espèces peut être humaine, animale ou tellurique. La voie de contamination habituelle par les dermatophytes est cutanée ou transcutanée. La contamination d’origine humaine est la plus fréquente. Elle peut être directe mais elle se fait le plus souvent par l’intermédiaire des sols, des locaux souillés, par des squames parasités (salles de bains, salles de sport, piscines…). Des objets tels que les peignes, brosses, foulards, vêtements et chaussures peuvent également transporter des spores. La plupart des champignons des teignes du c uir chevelu sont des parasites strictement humains. Cette notion a une grande importance pour l’épidémiologie et la prophylaxie.
On distingue ainsi des dermatophytes anthropophiles, zoophiles et géophiles (tableau I).
Les espèces anthropophiles
Ce sont des parasites obligatoires de l’homme qui ont une transmission interhumaine, soit par contact direct, soit indirect, par l’intermédiaire d’objets souillés (peignes, brosses, foulard, etc.) ou la fréquentation des lieux publics contaminés [38].
Les espèces zoophiles
Ces parasites des animaux sont transmis accidentellement à l ’homme par l’intermédiaire des animaux d’élevage ou de compagnie. Les dermatophytes zoophiles sont des espèces peu ou pas adaptées à l’homme. Ils donnent des lésions plutôt inflammatoires et mal supportées. La contamination provenant des animaux est cependant rare. Elle se fait de façon accidentelle dans un contexte professionnel, chez les éleveurs, jardinier, vétérinaire, personnel des abattoirs.
Les espèces géophiles
Elles vivent dans le sol et sont transmises à l ’homme à l ’occasion des travaux de jardinage ou par l’intermédiaire d’animaux. Sur certains sols enrichis en kératine animale (cours de ferme, étables, etc.), on trouve des dermatophytes qui dégradent la kératine déposée par les animaux (poils, fragments de corne, de sabots, plumes, etc.). Peu agressifs, ils sont rarement impliqués en pathologie humaine mais entraînent des manifestations inflammatoires intenses favorisant leur élimination
Diagnostic biologique
Il comprend : le prélèvement, l’examen direct, la culture et l’identification.
Prélèvement
C’est la première étape du diagnostic biologique. Elle constitue une étape très cruciale parce qu’elle conditionne le reste du diagnostic biologique. Ainsi pour réaliser un bon prélèvement, le patient doit être soumis à certaines conditions. Le matériel de prélèvement doit être stérile et on doit utiliser une bonne technique de prélèvement.
– Conditions de prélèvements
Le prélèvement doit être réalisé avant tout traitement antifongique, au cas contraire, une fenêtre thérapeutique de quinze jours est indispensable. Il est précédé d’un interrogatoire du patient afin de préciser son identité, sa localisation géographique, sa profession pour rechercher d’éventuels facteurs factorisant. Le prélèvement est conditionné par le matériel et la technique.
– Matériels de prélèvements
Le prélèvement d’une teigne du cuir chevelu nécessite un matériel réduit et stérile : curette de Brocq ou grattoir de Vidal, ciseaux, vaccinostyles, écouvillons, pince à épiler, lames et lamelles en verre, eau physiologique, gants à usage unique et des boîtes à P étri en polystyrènes ou en verre pour recueillir le prélèvement [32]. L’utilisation d’une lampe de Wood est indispensable.
– Technique de prélèvement
Le cuir chevelu est d’abord examiné à la lumière de Wood à l’obscurité totale.
En effet, l’observation sous Wood permet de distinguer les teignes microsporiques et faviques, des teignes trichophytiques.Ainsi les cheveux parasités sont dits « Wood positif » lorsqu’ils émettent une fluorescence verte (cas des teignes microsporiques et faviques) et « Wood négatif » en absence de toute fluorescence verte (cas des teignes trichophytiques).
Pour les teignes microsporiques et faviques, on recueille uniquement les cheveux qui sont fluorescents à l’aide d’une pince à épiler et les squames qui contiennent les cheveux (grattées à la curette) . Pour les teignes inflammatoires, les croûtes qui recouvrent la lésion, sont découpées aux ciseaux et les cheveux atteints enlevés à la pince. La surinfection microbienne rend le choix difficile. Le pus peut être recueilli séparément dans un tube à essai.
Examen direct
L’examen direct est réalisé immédiatement après le prélèvement pour donner une réponse rapide au clinicien. Ce type d’examen est indispensable compte tenu de la lenteur habituelle de croissance des dermatophytes et des difficultés d’interprétation en cas d’isolement de certains moisissures habituellement saprophytes.
Avant d’examiner des cheveux ou de s squames, il faut d’abord les ramollir. On utilise habituellement des produits éclaircissant, la kératine, afin de bien observer les éléments fongiques tels que : La potasse aqueuse à 3 0%, le choralaéctophénol, le noir chlorazole. L’observation des prélèvements des cheveux permet de voir la disposition des spores par rapport au filament mycélien. Ainsi nous distinguons cinq types de disposition pilaires.
– Type endo-ectothrix : microsporique ,microide,et ,megaspore.
– Type endothrix :trichophytique et favique
Cultures
Milieux utilisés
Le milieu de référence pour les dermatophytes est le milieu de Sabouraud additionné de chloramphénicol (Antibiotique) et de cyclohéximidine (Antifongique). Ces milieux existent sous forme de gélose et sont présentés dans des boîtes de Pétri ou en tubes.
Ensemencement des prélèvements et incubation des milieux
La technique d’ensemencement peut se f aire sur des milieux prêts à l’emploi, ou préparés et conditionnés dans des tubes ou boîtes de Pétri.
Elle consiste à faire des dépôts riches du pr oduit biologique sur la gélose. Les prélèvements kératinisés sont ensemencés en trois points bien séparés maximum cinq, et les écouvillons, en strie.
Les cultures sont incubées à 27°C (25-30°C) pendant un minimum de 4 semaines.
A l’aide d’une anse à platine flambée, on ensemence les cheveux et les squames sur gélose glucosée de Sabouraud en quatre points altérés, de préférence sur les côtés du substrat, à coté d’une flamme.
L’incubation se fait à l’étuve à 25°c et la lecture se fait sept jours après celle-ci.
Lecture des milieux de culture
La lecture des milieux de culture comporte u n examen macroscopique et un examen microscopique régulièrement. Pour l’identification on peut éventuellement faire un repiquage de certaines colonies et la recherche de besoins ou de stimulations nutritifs
Examen macroscopique des cultures Il consiste à en regarder systématiquement
– la surface, le revers, la gélose en transparence, de face, et de profil.
– La vitesse de pousse de la colonie
Ainsi, certains champignons poussent vite (T. mentagrophytes, M. gypseum, M. canis), d’autres plus lentement (T. rubrum, T. violaceum). T. schoenleinii et surtout T. ochraceum ont une croissance très lente [6].
– l’étude de la couleur du recto et du verso de la colonie : jaune, rouge …
– Le relief de la colonie : plat, plissé…
– L’aspect de la colonie : duveteux, laineux, poudreux, granuleux, glabre…
– la consistance de la colonie : molle, élastique, cartonnée…
– la taille de la colonie : réduite, extensive.
Les dermatophytes peuvent pousser au ras de la gélose (M. audouinii), former un cratère (T. tonsurans) ou avoir un aspect de morille posé sur le milieu (T. schoenleinii). Certaines espèces sont glabres (T. violaceum), d’autres sont duveteuses (T. rubrum), plâtreuses (T. mentagrophytes) ou laineuses (M. canis). Ces champignons peuvent être colorés en violet (T. violaceum), en rouge (T.rubrum), en orange (T. soudanense).
Examen microscopique des cultures
L’examen microscopique peut se faire à l’aide de la technique du drapeau (Technique de Roth) ou en prélevant un fragment de la colonie qui doit être écrasé entre lame et lamelle dans une goutte de bleu coton. Ainsi l’examen microscopique des cultures permet de visualiser :
– la présence des filaments, mycélium végétatif et mycélium aérien, dont on note les caractères, taille, parallélisme des bords, coloration, cloisons, aspect » en raquette.
– la présence ou l’absence, (pléomorphisme) des organes de fructification (mode asexué), microconidies qui naissent du filament aérien, disposées de part et d’autre sans ordre apparent, (mode acladium), ou » en Croix de Lorraine « , sur des » branchements à angle droit « , des macroconidies ou fuseaux, à paroi lisse ou échinulée, des chlamydospores, cellules rondes terminales ou intercalaires, avec un double contour,
– la présence ou l’absence d’ornementations, hyphes en crosse, en bois de cerf, organes pectinés, organes nodulaires, spires, vrilles dextrogyres ou lévogyres.
Identification
Elle a pour but de mettre en évidence l’espèce responsable de teigne du cuir chevelu. Pour ce faire, l’identification regroupe ainsi certaines données précédentes : la clinique, l’épidémiologie, la fluorescence de Wood, l’examen direct, et l’examen des cultures. (Tableau II)
Remarque : il est parfois difficile de trancher entre deux espèces. Il est donc nécessaire de faire recourt à d’autres techniques d’identification comme le repiquage éventuel de certaines colonies, la recherche des besoins et/ou stimulations nutritifs et les techniques de la biologie moléculaire.
– Les techniques de la biologie moléculaire. (et notamment la PCR),
En raison de leur grande sensibilité, les techniques de la biologie moléculaire seraient particulièrement intéressantes dans le cas où la charge mycélienne intra- lésionnelle est trop faible pour être mise en évidence par les techniques mycologiques classiques.
Remarque :
Les mycétomes dermatophytiques sont des affections très rares dans lesquelles le dermatophyte a franchi la barrière épidermique et forme des grains dans le derme.
Les antifongiques
La griséofulvine
Son mode d’action est imparfaitement connu, et plusieurs mécanismes sont évoqués :
– Blocage du déroulement des mitoses en métaphase,
– Interférence avec la synthèse des acides nucléiques et
– Inhibition des fonctions des microtubules.
Toutes ces actions au niveau cellulaire altèrent la constitution de la paroi du filament fongique.
La griséofulvine possède un spectre étroit limité aux agents de dermatophytes.
La posologie est de 10 à 20 mg/kg/j chez l’enfant et 500 mg à 1g/j chez l’adulte répartie en deux prises quotidiennes.
Les dérivés azolés
Ils constituent une famille de dérivés obtenus par synthèse chimique qui possèdent un noyau imidazole. De nombreuses molécules existent. Le mode d’action des dérivés azolés est double :
– Un mécanisme physico-chimique avec altération des fonctions respiratoires du champignon lors de sa croissance, permettant, à fortes concentrations, d’aboutir à un effet fongicide
– Un mécanisme métabolique, commun à tous les dérivés azolés, de type fongistatique et obtenu pour de faibles concentrations, avec inhibition de la synthèse de l’ergostérol membranaire par compétition avec le système enzymatique de la C14 déméthylase, qui est une enzyme dépendante du CYP 450.
Parmi ces médicaments, on peut citer :
Le kétoconazole avec une pos ologie usuelle de 200 m g/j chez l’adulte pour les infections cutanées.
Le fluconazole et l’itraconazole qui sont des dérivées triazolés destinés aux traitements des mycoses viscérales et profondes. ils existent par voie systémique.
Les allylamine
Cette classe d’antifongiques est la plus récente. Elle possède un mode d’action spécifique par blocage de la synthèse de l’ergostérol de la membrane fongique par inhibition spécifique de la squalène époxydase.
La terbinafine est le chef de fil de cette classe et agit comme inhibiteur du CYP 2D6.
Les pyridones (hydroxypyridones)
Le chef de fil de cette famille est la ciclopiroxolamine (Mycoster*).
Elle agit par inhibition du c aptage et de l’incorporation des substrats nécessaires à la croissance et au métabolisme du champignon en altérant le transport transmembranaire des ions, des acides aminés, chélation du fer des systèmes enzymatiques cellulaires.
Les thiocarbamates
Le représentant de cette classe est le tolnaftate, uniquement utilisé par voie locale. Son action fongicide s’exerce, comme pour les allylamines, par inhibition de la synthèse de l’ergostérol par blocage de la squalène époxydase.
Les acides gras insaturés
L’acide undécylénique est un acide gras insaturé à activité fongistatique. Il est uniquement actif sur les dermatophytes. Il constitue un traitement d’appoint et doit être appliqué deux fois par jour en évitant les muqueuses.
Prophylaxie
La prophylaxie est basée sur la maîtrise de la source de contamination, la reprise rapide du traitement en cas de récidive. Toutefois, les mesures préventives collectives sont difficiles à mettre en œuvre, faute de normes définies pour les dermatophytes.
La prophylaxie repose sur :
– le diagnostic et le traitement précoce des teignes ;
– le dépistage systématique de porteurs sains ou d’animaux contaminateurs dans l’entourage du sujet.
l’interrogatoire du patient et sur l’histoire de la lésion
Nous avons vérifié l’identité du patient (nom, prénom, âge, sexe, adresse) et l’interrogé sur sa profession pour rechercher d’éventuels facteurs factorisant.
Nous avons interrogé également le patient sur la durée de la lésion et des premiers signes cliniques de la lésion.
L’examen de la lésion et la recherche d’autres lésions,
Nous avons vérifié la nature de la lésion de l’alopécie pour voir si elle est due réellement à une teigne du cuir chevelu ou à autre pathologie (une pelade, un eczéma, un ps oriasis…). Nous avons cherché la présence d’une autre lésion, fréquemment associée aux teignes comme les onyxis.
l’examen en lumière de Wood
Nous avons examiné le cuir chevelu à l a lumière de Wood à l ’obscurité totale afin de pouvoir distinguer les teignes microsporiques et faviques des teignes trichophytiques et pour savoir si les chevelus sont parasités ou non.
Le prélèvement proprement dit
Pour les teignes microscopiques et faviques, nous avons recueilli uniquement les cheveux qui sont fluorescents à l’aide d’une pince à épiler et les squames qui contiennent les cheveux (grattées à la curette)
Pour les teignes inflammatoires, nous avons décapé avec une paire de ciseaux les croûtes qui recouvrent la lésion et enlevé à la pince les cheveux atteints .Dans certains cas, nous avons éprouvé des difficultés à choisir du fait de la surinfection microbienne.
Nous avons recueilli séparément du pus dans un tube à essai par écouvillonnage.
Examen direct
Nous avons ainsi observé les cheveux malades, après ajout d’un éclaircissant (potasse 30%), qui nous a permis de voir les différentes dispositions pilaires
Ainsi, il existe cinq dispositions pilaires (fig. 8) reparties en deux types :
Type endo-ectothrix : microsporique, microïde et megaspore
Type Endothrix : trichophytique, favique
|
Table des matières
NTRODUCTION
PREMIERE PARTIE
I. Définition
II. Historique
III. Epidémiologie
III.1 Agents pathogènes
III.1.1 Classification
III.1.2 Morphologie
III.1.3 Habitat
III.2 Mode de contamination
III.3 Facteurs favorisants
III.4 Répartition géographique
IV Physiopathologie
V. Clinique
V.1 les teignes tondantes
V.1.1 les teignes tondantes microsporiques
V.1.2 les teignes tondantes trichophytiques
V.2 Les teignes faviques
V.3 les teignes suppurées
VI. Diagnostic biologique
VI.1 Prélèvement
VI.2 Examen direct
VI.3 Cultures
VI.4 Identification
VII. Traitement
VIII. Prophylaxie
DEUXIEME PARTIE
IX. Introduction
X. Matériels et Méthodes
X.1 Population d’étude
X.2 Matériels
X.3 Méthodes
X.3.1 Prélèvements
X.3.2 Examen direct
X.3.3 Cultures
X.3.4 Identification
XI.RESULTATS
XI.1 Données sociodémographiques de la population d’étude
XI.1.1 Répartition des patients en fonction de l’âge
XI.1.2 Répartition des patients en fonction du sexe
XI.1. 3 Répartition des patients en fonction de l’origine géographique
XI.2 Résultats mycologiques
XI.2.1. Les espèces isolées
XI.2.2 Répartition des espèces isolées en fonction de l’âge
XI.2.3 Répartition des espèces isolées en fonction du sexe
XI.2.4 Répartition des espèces isolées en fonction de l’origine géographique
XI.3 Indice d’infestation
XI.3.1 Indice d’infestation globale
XI.3.2 Indice d’infestation en fonction de l’âge
XI.3.3 Indice d’infestation en fonction du sexe
XI.3.4 Indice d’infestation en fonction de la localisation géographique
DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
Télécharger le rapport complet
