Répartition des parasitoses intestinales en fonction du sexe

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Biologie du parasite

L’homme se contamine par ingestion de kystes qui se transforment en trophozoïtes dans le tube digestif.
Ces trophozoïtes d’Entamoeba histolytica adhèrent à la paroi colique par l’intermédiaire de lectines. Les cellules humaines touchées sont tuées et détruites en quelques minutes par la formation de pores dans leur membrane. Ils se multiplient par scissiparité et sont éliminés irrégulièrement sous forme de kystes fécaux.
La production d’enzymes protéolytiques (cystéines protéinases) par les amibes favorise leur diffusion dans la muqueuse et la sous-muqueuse colique entraînant un épaississement œdémateux, la formation de multiples ulcérations, de plages de nécrose et parfois de perforation intestinale.
L’examen endoscopique du colon permet de décrire des « ulcérations en coup d’ongle » et des « abcès en bouton de chemise » évocateurs.
La poursuite de l’infection et la dissémination éventuelle dépendent en partie de la réponse immunitaire locale de l’hôte (rôle aggravant des corticostéroïdes).

Entamoeba coli

Elle est cosmopolite et est l’une des espèces les plus fréquemment observées dans les fèces. Elle se présente sous deux formes, végétative (trophozoïte) et kystique.
Le trophozoïte. Ŕ il mesure 20 à 30 µm. Son ectoplasme et son endoplasme sont peu différenciés, avec dans ce dernier des granulations grossières et de grosses vacuoles bourrées d’inclusions. Le noyau est à chromatine périphérique épaisse et irrégulièrement présente. Le caryosome assez volumineux est le plus souvent excentré.
Le kyste. Ŕ il mesure 18 à 20 µm, arrondi ou ovalaire. Le nombre de noyaux varie d’un à huit selon le degré de maturation du kyste. Ses chromidiums sont à bout pointu.

Autres amibes intestinaux

Hormis E. histolytica, E. dispar et E. coli, il existe cinq autres amibes pouvant coloniser le tube digestif de l’homme. Il s’agit d’E. hartmanni, E. polecki, E. moshkovskii, Endolimax nanus et de Pseudolimax butschlii.

Les flagellés

Giardia intestinalis [2, 3, 6, 13]

Giardia intestinalis (synonymes: G. lamblia, G. duodenalis) est le protozoaire cosmopolite le plus commun au cours des infections intestinales humaines.
Cet organisme unicellulaire flagellé, qui infecte l’intestin grêle de l’homme et de nombreux mammifères, est extrêmement répandu dans le monde et est responsable d’une importante morbidité.

Morphologie

Le parasite existe sous deux formes: végétative dans le duodénum et kystique dans les selles.
 Forme végétative
Le corps a la forme d’un cerf-volant, mesurant 10 à 20 µm sur 6 à 10 µm, avec une symétrie bilatérale par rapport à un axe médian représenté par l’axostyle. Cette forme est concave ventralement et convexe dorsalement. Elle possède 2 noyaux, 2 corps parabasaux en virgule et 4 paires de flagelles : 3 paires antérieures et une paire à l’extrémité postérieure.
Elle vit dans le duodénum et le début du jéjunum. Elle est animée de mouvements rapides évoquant la chute de feuilles et se fixe par des ventouses à la base des villosités de l’intestin grêle.
 Forme kystique
Ovoïde, elle mesure 8 à 12 µm de long sur 7 à 10 µm de diamètre avec une coque mince très réfringente et deux corps parabasaux en virgule. Des résidus de flagelles sont groupés en faisceau dans l’axe du kyste. Les formes pré-kystiques possèdent 2 noyaux, les formes kystiques murs possèdent 4 noyaux (Fig. 4). Cette forme se développe dans le côlon. Les kystes sont très résistants surtout dans l’eau, ils peuvent survivre à des températures basses (2 mois à + 8 °C). La javellisation de l’eau à la concentration habituellement utilisée pour stériliser l’eau de boisson est insuffisante pour les tuer, mais l’ébullition et la congélation (à -20 °C) les détruisent.

Cycle évolutif

Le cycle de Giardia intestinalis est un cycle direct (Fig. 5). L’infection d’un nouvel hôte débute par l’ingestion de kystes viables, suivie de leur dékystement sous l’effet du pH gastrique puis d’une remontée du pH en présence de protéases. Ceci correspond à des réponses coordonnées au niveau structural et moléculaire. Ainsi, des variations au niveau de la nature et de la quantité des transcrits sont mises en évidence durant les deux étapes correspondant aux conditions gastriques et intestinales. La paroi du kyste est lysée, libérant un excyzoïte (élément comportant quatre noyaux tétraploïdes dans le duodénum. L’excyzoïte subit alors deux divisions binaires séparées par une division nucléaire ce qui aboutit à quatre trophozoïtes haploïdes.
La forme végétative ou trophozoïte vit dans la partie supérieure de l’intestin grêle (duodénum et début du jéjunum). Elle n’est éliminée dans les selles de l’hôte contaminé qu’au cours d’épisodes de diarrhée profuse.

Trichomonas intestinalis [2]

Ce flagellé ne se présente que sous forme végétative ou trophozoïte. Ce dernier est très mobile, en forme d’amande, mesure 10 à 15 µm de long sur 7 à 10 µm de large. Il possède trois à cinq flagelles libres en position antérieure, et un flagelle accolé au corps cellulaire. Le noyau est situé à l’extrémité antérieure du corps mais n’est visible qu’après coloration.

Autres flagellés

Il existe d’autres flagellés pouvant parasiter le tube de l’homme comme Chilomastix mesnilii ou encore Dientamoeba fragilis. Ce dernier étant généralement classé parmi les amibes du fait de la perte de ses flagelles au cours de l’évolution.

Les helminthes intestinaux

Les helminthes intestinaux ou vers intestinaux comprennent des vers ronds ou nématodes et des vers plats ou plathelminthes.

Les nématodes [2, 11, 15]

Ascaris lumbricoïdes

Ascaris lumbricoïdes est le nématode responsable de l’ascaridiose. L’ascaridiose est une affection cosmopolite qui sévit essentiellement sur le mode endémique dans toutes les régions du tiers-monde. Elle touche environ un quart de la population mondiale.

Morphologie

Sur le plan morphologique, A. lumbricoïdes se présente sous forme d’adultes et d’œufs.
Les adultes. – les adultes d’A. lumbrucoïdes ont une longévité de 6 à 18 mois dans le jéjunum où ils ingèrent les particules alimentaires. Ils migrent facilement et peuvent se retrouver dans différents viscères. Les males mesurent de 12 à 17 cm de long avec 2 à 4 mm de diamètre d’épaisseur; leur extrémité postérieure est recourbée en crosse. Les femelles mesurent de 20 à 25 cm avec 3 à 6 mm de diamètre d’épaisseur avec une extrémité postérieure droite.
L’œuf. – les œufs ovoïdes, de 60 à 70 μm de long sur 40 à 50 μm de large, sont pondus en très grand nombre dans l’intestin (jusqu’à 200.000 par jour). Ces œufs sont entourés d’une double coque brune, d’aspect mamelonné à l’externe très caractéristique (Fig. 6), ce qui les rend très résistants dans le milieu extérieur.

Cycle évolutif

Le cycle est direct, sans hôte intermédiaire, A. lumbricoides est monoxène. Après ingestion d’un œuf embryonné, la larve est libérée dans le tube digestif. Elle traverse la paroi intestinale et gagne le foie soit par la veine porte soit par le mésentère. Elle séjourne trois à quatre jours dans le foie, y subissant une mue puis gagne le poumon par voie sanguine. La larve traverse alors la paroi de l’alvéole pulmonaire, remonte l’arbre bronchique jusqu’au pharynx où habituellement elle est déglutie en direction du tube digestif. La larve gagne le jéjunum où elle devient adulte. Les femelles commencent à pondre environ 2 mois après ingestion de l’œuf. Les œufs sont éliminés dans le milieu extérieur avec les selles (Fig. 5).
Un œuf ne devient infestant qu’après un séjour de quelques semaines dans le milieu extérieur (cette maturation est favorisée par une température et une hygrométrie élevée). Ces œufs embryonnés peuvent rester dans cet état pendant 2 à 6 ans.

Trichuris trichiura

Trichuris trichiura est le nématode responsable de la trichocéphalose, une parasitose cosmopolite très fréquente.

Morphologie du parasite

Le trichocéphale est un ver blanc rougeâtre dont le corps est divisé en deux portions : une partie antérieure longue, filiforme et une partie postérieure renflée occupant le dernier tiers du ver. Le mâle mesure 3 à 4 cm de long et la femelle peut atteindre 5cm de long (Figure 7A) [1].
Les œufs sont bruns foncés en forme de citron, allongé, de 30 μm de long sur 25 μm de large, à coque épaisse, percée aux deux pôles d’un orifice que ferme un bouchon muqueux (Figure 7B).l’œuf n’est pas embryonné à la ponte ; et ne devient infestant dans le milieu extérieur qu’au bout d’un à plusieurs mois.

Cycle évolutif

Il est direct, T. trichiura est monoxène. Les œufs éliminés avec les selles du sujet parasité ne sont pas infestants, car non embryonné à la ponte. Dans le milieu extérieur, selon les conditions d’humidité et de température, le développement embryonnaire nécessite 2 à 6 semaines voire plus. Ils restent viables pendant 1 à 5 ans.
L’ingestion d’un œuf embryonné (à partir de crudités ou d’eaux souillées) est suivie par la libération dans le tube digestif d’une larve qui se fixe après cinq mues dans la muqueuse cæcale, devenant adulte en un mois. La durée exacte du développement, depuis la contamination orale jusqu’à la première ponte, est estimée de 40 à 60 jours.

Strongyloïdes stercoralis

Strongyloïdes stercoralis est responsable de l’anguillulose ou strongyloïdose. S. stercoralis infecte 30 à 100 millions de personnes dans 70 pays des zones tropicales et subtropicales. L’infection résulte généralement en un portage asymptomatique qui peut passer inaperçu pendant des décennies. Cependant, chez les patients recevant une thérapie à long terme de corticostéroïdes il peut se produire une hyperinfection, avec un taux de mortalité élevé.

Morphologie de Strongyloïdes stercoralis

Adulte. – dans l’intestin de l’homme, la femelle parthénogénétique a été mise en évidence, c’est un ver rond blanchâtre qui mesure 2 à 3 mm par 35 à 40 µm. L’œsophage est cylindrique. Elle vit enchâssée dans la muqueuse duodéno-jéjunale.
Dans la nature sont rencontrés les mâles et les femelles stercoraux libres. Le mâle mesure 0,7 mm et la femelle 1,2 mm. L’œsophage qui présente un étranglement compris entre deux renflements piriformes est dit rhabditoïde.
Œufs. – les œufs (50 à 55 µm de diamètre) sont rarement retrouvés dans les selles, l’éclosion de l’œuf ayant lieu très rapidement dans l’intestin.
Les larves. – la larve rhabditoïde de S. stercoralis (anguillule) est caractérisée par: un double renflement œsophagien, un stylet buccal court, une extrémité postérieure peu effilée. L’ébauche génitale est en principe bien visible.
Seule la larve strongyloïde de S. stercoralis est infectante par voie transcutanée et, accessoirement, par voie orale. Cette larve présente un seul renflement œsophagien et une queue tronquée bifide. Elle n’a pas de gaine.

Cycle évolutif

Les anguillules peuvent se multiplier dans l’intestin de l’homme mais également, sous certaines conditions sur le sol favorisant ainsi la persistance de cette parasitose. Un cycle direct endogène favorise la ténacité et la durée de cette parasitose notamment en cas de corticothérapie prolongée.
La larve strongyloïde (avec un renflement œsophagien unique) contamine l’homme par voie transcutanée (marche pieds nus), elle gagne le poumon par voie lymphatique ou sanguine. Après avoir traversé la paroi de l’alvéole pulmonaire, elle gagne les bronches puis la trachée. Elle est déglutie, gagne l’intestin grêle, devient une femelle adulte parthénogénétique qui s’enfonce dans la muqueuse et y pond ses œufs.
Les œufs éclosent dans la muqueuse intestinale, les premières larves rhabditoïdes apparaissent dans les selles 27 jours après la contamination.
Une température du sol supérieure à 20°C et une humidité supérieure à 60%, favorise la transformation des larves rhabditoïdes émises dans les selles en adultes libres stercoraux capables de fécondation. Elle aboutit à l’émission d’œufs puis de larves rhabditoïdes de seconde génération, capables de devenir des larves strongyloïdes infestantes (cycle stercoral).
Lorsque les conditions sont défavorables (température < 20 et humidité < 60%), les larves rhabditoides se transforment directement en larves strongyloides infestantes, c’est le cycle direct. Dans l’intestin de l’homme, les larves rhabditoïdes peuvent se transformer en larves strongyloïdes capables de ré-infestation à travers la muqueuse du tube digestif ou de la marge anale sans passage par le milieu extérieur.
Ce cycle endogène d’auto-infestation explique la ténacité et la durée illimitée de cette parasitose.

Plathelminthes [2, 16]

Taenia saginata/ Taenia solium

Taenia saginata et T. solium sont responsables des taeniasis respectivement lié au boeuf et au porc.

Epidémiologie

Le taeniasis est une infection intestinale causée par le ténia, un ver plat adulte.Trois espèces de ténias entraîne le taeniasis chez l’homme: Taenia solium, Taenia saginata et Taenia asiatica (surtout rencontré en Asie). Seul T. solium entraîne de graves problèmes de santé.
L’homme contracte le taeniasis en ingérant des larves de T. solium (cysticerques) contenues dans la viande de porc infectée et mal cuite. Les porteurs humains de ténia excrètent des œufs de ces vers plats dans leurs selles et contaminent l’environnement lorsqu’ils défèquent en plein air. Les humains peuvent aussi être contaminés par des œufs de T. solium en ingérant des aliments ou de l’eau contaminés ou du fait d’une hygiène insuffisante.

PROPHYLAXIE DES PARASITOSES INTESTINALES

Elle repose sur deux volets : la rupture de la chaine épidémiologique de transmission (homme parasité-milieu extérieur ou hôte intermédiaire-homme sain) et la protection de l’homme sain [7].

Prophylaxie individuelle

Elle concerne les mesures d’hygiène qu’une personne doit adopter pour se préserver d’une éventuelle contamination. Il s’agit notamment de :
– boire une eau potable ;
– garder les ongles le plus court possible surtout chez les enfants ; de porter des chaussures ;
– se laver les mains avant les repas et après chaque selle ;
– laver les légumes (avec de l’eau de javel diluée ou du vinaigre).

Prophylaxie collective

Elle est basée sur :
– le dépistage et le traitement des sujets parasités ;
– l’éducation sanitaire des populations ;
– l’épuration des eaux de boisson ;
– le contrôle des aliments et de la viande de boucherie ;
– l’aménagement de latrines ;
– l’interdiction de l’utilisation agricole de l’engrais d’origine humaine ;
– la protection des puits contre les eaux de ruissellement et les agents pathogènes

METHODES D’ETUDE

Méthodes d’examen parasitologique des selles au laboratoire

Cette méthodologie comprend plusieurs étapes.

Prélèvement

– Conditions pré-analytiques : les patients n’avaient pas aux préalables été mis sous antiparasitaire et ne devaient manger avant d’effectuer le prélévement Chaque patient externe avait reçu un pot en matière plastique, propre avec un couvercle et ouverture à bord large, où étaient recueillies les selles fraichement émises au laboratoire. Pour les patients hospitalisés, le recueil a été réalisé dans les mêmes conditions puis immédiatement acheminées au laboratoire. Les selles recueillies ne doivent pas être mélangées aux urines, au papier toilettes ou à de l’eau; elles doivent être recueillies en quantité suffisante avec au minimum une quantité relative à la taille d’un œuf de pigeon et ramenée au laboratoire pour être rapidement traité.

Examen parasitologique des selles

Il se déroule en deux étapes : l’examen macroscopique et l’examen microscopique.

Examen macroscopique

Il permet d’orienter le diagnostic par la détermination de la consistance des selles (moulées, pâteuses, molles, liquides) et renseigne sur la présence éventuelle de mucus, de sang, de pus ou de vers adultes (ascaris, oxyure) et d’anneaux de tænias.

Examen microscopique

Il a été effectué systématiquement avec les objectifs 10 puis 40 et consiste en un examen direct suivi d’un examen après coloration puis concentration.
 Examen direct
Il se déroule en deux étapes: un examen à l’état frais et un examen après coloration.
 Examen à l’état frais. – L’état frais était le seul examen qui permettait d’observer, vivantes, les formes végétatives des protozoaires. Il consistait à délayer, avec une baguette en verre (ou spatule), une portion de selle, prélevée en divers endroits de l’échantillon, dans une goutte d’eau physiologique déposée sur une lame porte-objet. Cette préparation était ensuite recouverte d’une lamelle, puis examinée au microscope optique d’abord avec l’objectif 10 puis avec l’objectif 40.
 Examen après coloration au lugol :
Il etait opéré de la même façon que l’examen à l’état frais à la seule différence qu’une goutte de lugol remplace la goutte d’eau physiologique. Le lugol permettait de colorer les vacuoles des kystes et les œufs des parasites.
 Examen après concentration
La concentration permettait de réunir dans un volume réduit les éléments parasitaires initialement dispersés dans une masse de selles.
La technique de Ritchie modifiée était systématiquement réalisée pour chaque échantillon. C’est une technique non spécifique qui permettait de retrouver la plupart des œufs, kystes, et même larves de parasites.
 Technique de Ritchie modifiée Il consistait à :
– Délayer progressivement avec un agitateur en verre 2 à 3 g de selles, prélevées en plusieurs points de l’échantillon, dans dix fois leur volume d’une solution de formol à 10% ;
– Laisser reposer une minute puis filtrer le mélange à travers une passoire ou des bandes de compresse;
– Verser le filtrat dans un tube à centrifuger à fond conique, que l’on complète ensuite avec un 1/3 du volume total d’éther ;
– Agiter énergiquement après avoir bouché le tube pour que le liquide devienne homogène puis laisser échapper le gaz ;
– Centrifuger à 1500 tours par minute pendant 5 minutes.
Après centrifugation, se distinguent quatre couches superposées avec respectivement du haut vers le bas: une couche d’éther chargée de graisses, une couche plus ou moins épaisse constituée de débris lipophiles, une couche aqueuse et du culot qui contient les éléments parasitaires éventuellement présents.
– Rejeter les trois couches supérieures en renversant le tube d’un mouvement rapide puis laisser le liquide des parois descendre vers le culot ;
– Mélanger soigneusement le culot puis le prélever avec une pipette de transfert pour le déposer sur une lame et la recouvrir d’une lamelle ;
– Examiner enfin la préparation au microscope optique avec les objectifs 10 puis 40.

Collecte des informations

Elle a consisté à relever après comptage, pour chaque jour, la date, le nombre d’examens effectués, le nombre d’examens positifs, les espèces identifiées ainsi que les variables sociodémographiques étudiées. Ces dernières ont été : l’âge, le sexe, le lieu de résidence (rural ou urbain).

Définition du cas

 Parasitisme intestinal
Un sujet est considéré comme étant parasité lorsque l’examen coprologique révèle la présence d’au moins un parasite intestinal (sous formes d’adulte, de larve, d’œuf, de trophozoïte, de kyste ou d’oocyste).
 Multiparasitisme intestinal
Un patient est considéré comme multiparasité lorsque l’examen coprologique révèle la présence de plus d’une espèce de parasite intestinal.

Analyses statistiques

L’ensemble des données ont été recueillies à partir du registre, enregistré dans le logiciel Microsoft® Office Excel 2007 puis transférées dans le logiciel Epi info 7® (Centers for Disease Control and Prévention, Atlanta, GA, Etats Unis) pour les analyses statistiques. Des analyses statistiques bi-variées ont été effectuées pour étudier la relation entre deux ou plusieurs variables qualitatives en utilisant le test de Chi-2 ou le test de Fisher exact avec le calcul de la valeur de probabilité (p). Les différences ont été considérées comme significatives lorsque p était <0,05. La présentation des résultats sous forme de tableau et figure nous a été facilitée par le logiciel Microsoft® office Excel 2007.

RESULTATS ET DISCUSSION

RESULTATS

Caractéristique de la population d’étude

Au total 193 patients ont été inclus dans l’étude avec un sex ratio de 1,19. Les 48% (93) étaient des ruraux et le reste, 52% (100) venaient de milieux urbains. L’âge des patients variait de 4 mois à 81 ans avec une moyenne de 14 ans. La distribution des patients en fonction de la tranche d’âge était la suivante: [0-5 ans], 6,7% (13); [5 Ŕ 9 ans], 16,1% (31); [10 Ŕ 14 ans], 29% (56); >15 ans, 48,2%. (93)

Prévalence et index parasitaires corrigé

Nous avons enregistré 101 examens positifs sur 193 échantillons de selles analysés, soit une prévalence (ou index parasitaire simple) de 52,3%. De ces échantillons positifs, 111 parasites ont été isolés et identifiés soit un index parasitaire corrigé (IPC) de 57.7%.

Répartition des parasitoses intestinales en fonction du sexe

La répartition de l’infestation selon le sexe a montré que les hommes étaient plus parasités que les femmes avec respectivement 67.30% et 32.7% (Figure11). Il n’y avait pas de différence significative entre les deux sexes (p = 0,09). Test = Epi info de Kolda selon le sexe.

Répartition des parasitoses intestinales en fonction de l’âge

Les patients infestés se retrouvaient dans toutes les catégories d’âges. Cependant les parasitoses intestinales augmentaient en suivant l’augmentation des tranches d’âge avec un maximum retrouvé chez les patients d’âge supérieur ou égal à 15 ans avec 38,6% (Figure 12). Cette différence entre les catégories d’âge était significative (p = 0,008).

Répartition des parasitoses intestinales en fonction du lieu de résidence des patients

Les patients ont été scindés en fonction de leurs lieux de résidence en patients ruraux et urbains. Nos résultats ont montré que la prévalence des parasitoses intestinales était plus élevée chez les patients ruraux avec 56,4 % que chez les patients urbains (Tableau 1). Cette comparaison de la prévalence de l’infestation selon le lieu de résidence a montré une différence significative (p = 0,02).

Table des matières

PREMIERE PARTIE : RAPPELS BIBLIOGRAPHIQUES
I. GENERALITES SUR LES PARASITOSES INTESTINALES
I.1. Les protozoaires intestinaux
I.1.1. Les amibes
I.1.1.1. L’amibiase
I.1.1.2 Entamoeba coli
I.1.1.3 Autres amibes intestinaux
I.1.2 Les flagellés
I.1.2.1 Giardia intestinalis
I.1.2.2 Trichomonas intestinalis
I.1.2.3 Autres flagellés
I.2. Les helminthes intestinaux
I.2.1. Les nématodes
I.2.1.1. Ascaris lumbricoïdes
I.2.1.2. Trichuris trichiura
I.2.1.3. Strongyloïdes stercoralis
I.2.2. Plathelminthes
I.2.2.1. Taenia saginata/ Taenia solium
I.2.2.2. Hymenolepis nanus
II. PROPHYLAXIE DES PARASITOSES INTESTINALES
II.1. Prophylaxie individuelle
II.2. Prophylaxie collective
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL EXPERIMENTAL
I. CADRE, PERIODE ET TYPE D’ETUDE
I.1. Cadre d’étude
I.2. Période et type d’étude
II. POPULATION D’ETUDE
II.1. Critères d’inclusion
II.2. Critères de non inclusion
III. METHODES D’ETUDE
III.1. Méthodes d’examen parasitologique des selles au laboratoire
III.1.1. Prélèvement
III.1.2. Examen parasitologique des selles
III.1. 3. Collecte des informations
III.1.4. Définition du cas
III.1.5. Analyses statistiques
IV. RESULTATS ET DISCUSSION
IV.1. RESULTATS
VI.1. 1. Caractéristique de la population d’étude
IV.1.2. Prévalence et index parasitaires corrigé
IV.1.3. Répartition des parasitoses intestinales en fonction du sexe
IV.1.4. Répartition des parasitoses intestinales en fonction de l’âge
IV.1.5. Répartition des parasitoses intestinales en fonction du lieu de résidence des patients
IV.1. 6. Distribution des espèces retrouvées
IV.2. Discussion
CONCLUSION
RFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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