Répartition des examens parasitologiques des selles effectuées selon l’année

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Physiopathologie [2, 34]

L’intensité de la contamination détermine l’apparition de la maladie : il faut ingérer environ de 10 à 100 kystes pour que le parasite entraîne des troubles. Un malade peut excréter jusqu’à 108 à 1010 kystes par jour, pendant l’épisode diarrhéique. Après guérison, il peut encore excréter des kystes pendant 3 à 4 semaines.
Les trophozoïtes se multiplient rapidement, sont mobiles grâce à leurs flagelles et se fixent sur les entérocytes des microvillosités du duodénum et du jéjunum.
Cette fixation s’accompagne d’une altération des entérocytes, d’atrophie villositaire et d’une destruction de la bordure en brosse. Les Giardia sécrèteraient également des enzymes protéolytiques. Les trophozoïtes utilisent les nutriments pour leur métabolisme et captent les acides biliaires, favorisant la malabsorption des graisses et de certaines vitamines liposolubles, telles que la vitamine B12.
L’infection par le VIH n’augmente pas la sensibilité à la giardiose qui est, en revanche, exacerbée par les déficits en gammaglobulines, en particulier en IgA sécrétoires.

Mode de transmission [2,26]

L’homme se contamine en ingérant des kystes murs dans l’eau de boisson, avec des aliments crus ou à la faveur des mains sales ». Les kystes ingérés redonnent des trophozoïtes dans le duodénum. La transmission semble souvent directe d’homme à homme, mais elle peut aussi être indirecte notamment par l’intermédiaire d’eaux de boisson polluées ; les mouches peuvent véhiculer passivement des kystes à distance.

Le réservoir de parasites

L’homme, et en particulier les enfants, et les animaux domestiques (chiens, chats, bovins) et sauvages sont les réservoirs de parasites. Cependant, les animaux sont contaminés par des génotypes qui sont en général non infectants pour l’homme.

Cycle biologique [6, 27]

Giardia intestinalis est un parasite simple. Le trophozoïte se multiplie par scissiparité binaire dans la lumière de la grêle au contact de la muqueuse. Très abondant, il tapisse la surface de celle–ci et entrave les phénomènes d’absorption. Des trophozoïtes peuvent s’enkyster en présence de sels biliaires, et les kystes se laissent éliminer du tube digestif avec les selles du porteur. Une maturation de 24 heures au minimum est nécessaire dans le milieu extérieur pour que le kyste devienne infestant. Le parasite enkysté subit une division binaire et présente dès lors 4 noyaux. Après ingestion par un sujet neuf, 2 trophozoïtes éclosent sous l’action séquentielle des sucs digestifs, et le cycle parasitaire recommence. Le délai de maturation de 24 heures minimise les cas d’auto-infestations possibles. L’infectivité des kystes se maintient dans l’eau pendant un mois. Le rôle des trophozoïtes dans la transmission de la parasitose est nul.

Facteurs favorisants

Les principaux facteurs de risque sont les voyages dans les pays hyper-endémiques, la consommation d’eau du robinet, de végétaux crus (salades), la natation dans les rivières, les lacs et le contact avec de jeunes enfants portant des couches.

Répartition géographique [13, 19, 20, 21]

La giardiose est cosmopolite mais particulièrement répandue en zone tropicale, comme toutes les parasitoses liées au péril fécal : le Moyen-Orient, le Maghreb, les Antilles, l’Amérique Centrale, l’Afrique noire sont particulièrement infestés. La giardiose se voit à tout âge mais surtout chez l’enfant même très jeune.
Elle apparait volontiers sous forme de petites épidémies dans les familles ou les collectivités à l’hygiène médiocre (orphelinats, asiles, écoles, campus…). Elle est fréquente chez les voyageurs en zone tropicale ou subtropicale.

ASPECTS CLINIQUES [1, 5, 12, 14, 17, 27, 30]

Fréquemment asymptomatique, la giardiose se manifeste différemment chez l’adulte et l’enfant.

Chez l’adulte

Les selles deviennent pâteuses ou plus rarement diarrhéiques et des douleurs abdominales sans localisations précises surviennent. Parfois la symptomatologie est plus frustre et ce sont des douleurs postprandiales, sans horaire fixe, qui attirent l’attention du malade et l’amènent à consulter. La localisation très particulière de Giardia entraine parfois une véritable duodénite parasitaire dont le retentissement sur les fonctions hépatovésiculaires se manifeste par un état nauséeux.
Du point de vue pratique il faut donc penser à une giardiose chez un malade qui est nauséeux et émet des selles pâteuses.

Chez l’enfant

Les troubles intestinaux sont plus intenses que chez l’adulte. Les selles sont souvent très fréquentes, semi-liquides et de couleur chamois. On observe aussi de l’anorexie et un certain état de nervosité mais sans troubles du sommeil.
Dans des cas limites, la giardiose peut, chez l’enfant, entrainer de véritables syndromes de malabsorption intestinale.

DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE [2, 3, 11, 12, 14, 17, 19, 26, 27]

Le diagnostic biologique est établi par des examens parasitologiques des selles répétées. On met en évidence fréquemment les kystes plus rarement les trophozoïtes en cas de diarrhée à transit rapide.
L’examen d’un seul échantillon de selles donne une sensibilité de 60 % à 80 %, alors que l’examen de trois échantillons successifs donne plus de 90 % de sensibilité.
Dans certains cas rares, l’aspiration de liquide duodénal permet de poser le diagnostic.
La recherche d’antigènes spécifiques dans les selles par différentes méthodes immunologiques est très performante, mais peu de laboratoire la pratiquent en routine.
L’hémogramme est normal.
La sérologie est sans intérêt, les parasites restants intraluminaux.

Examen Parasitologique des selles

Cet examen doit être pratiqué sur des selles fraichement émises. Ceci est particulièrement important pour la recherche des protozoaires. En effet ces organismes se lysent rapidement et au bout de quelques heures (3 heures) leur identification devient impossible.
L’examen des selles comporte :
– un examen direct ;
– un examen après coloration ;
– un examen après enrichissement.

Prélèvement

Pour être interprétable, un prélèvement doit être correctement exécuté.
– Examen à répéter deux ou trois fois pour éliminer une « période négative » ;
– Renseignements concernant le patient indispensable ;
– Interdire : laxatifs huileux, examens barytés, charbon, pansements intestinaux, s’il faut une réactivation utiliser le sulfate de soude ;
– Eviter : aliments à résidus, légumes secs, légumes verts, fruits à cuticule résistante (pèche) et à petites graines (fraise) ;
– Utiliser un récipient propre, à large ouverture. Le mieux sera un verre ordinaire ou son équivalent, ou bien une boite en carton paraffiné, type pommadier. Les petits flacons avec cuillère adaptée au bouchon, pratiques de ce côté, ont cependant une ouverture trop étroite et sont en définitive moins facile à manipuler ;
– On prélèvera la valeur de 2 à 3 noix de matières.
Une trop petite quantité risquerait de se dessécher plus rapidement, ce qui serait un inconvénient important ; une quantité trop grande n’apporterait aucune utilité supplémentaire.
– Ne pas mélanger à l’urine.

Conservation des selles

 Conservation provisoire
Flacons bien fermés, à +4°c pendant quelques jours ; mais risque de développement de champignons (arthrospores).
 Conservation définitive
Pour les Kystes : eau formolée à 5p.100 pour les selles moulées, et 10p.100 pour les selles pâteuses.
Les formes végétatives se lysent ; les kystes perdent leur réfringence, les noyaux deviennent visibles.
Formes végétatives, mais en général difficiles à reconnaitre :
– MIF ;
– APV (alcool polyvinylique).

Examen direct

 Examen macroscopique
Cet examen est destiné à renseigner sur un certain nombre de caractères : la consistance, la couleur, la constitution, la viscosité, la présence de sang, de glaires, de mucus…En effet, ces éléments peuvent orienter le diagnostic.
L’examen macroscopique permet aussi de mettre en évidence éventuellement des parasites adultes associés : Oxyures, Ascaris, Anneaux de Taenia…
 Consistance
– En billes appelées «ovilées » par analogie aux déjections de moutons.
Dure
– Moulée : Ferme
Pâteuse
– En bouse
– Liquide
Si la consistance fécale est indifférente pour les vers et les kystes de protozoaires, il n’en est pas de même pour les trophozoïtes qui ne se rencontrent habituellement que dans les selles liquides ou en bouse.
 Constitution
Elle peut être uniforme
– Homogène
– Ou au contraire présenter différents états dans une même selle (hétérogène).
Les trophozoïtes peuvent alors être présents dans les portions liquides qui doivent donc être soumises à un examen microscopique attentif en prenant les précautions valables pour les selles liquides

Diagnostic indirect [1, 3, 5, 12, 18, 30]

Tests de diagnostic rapide

Sur bandelette mettant en évidence des antigènes de Giardia intestinalis dans les selles (sensibilité 96,2 %, spécificité 97,7 % pour test Giardia strip (CORIS Bioconcept)).
Il n’y a pas de réaction croisée avec les autres pathogènes fécaux, y compris Cryptosporidium spp. Il s’agit d’un test de dépistage pour les infections en phase aiguë.
Le test rapide de Giardia Strip a été évalué dans le service de Parasitologie de l’hôpital de la Croix Rousse.
Le principe du test repose sur la migration d’un échantillon de selles dilué sur une membrane de nitrocellulose sensibilisée par un premier anticorps anticopro-antigéne de Giardia intestinalis.
La révélation de la présence de cet antigène se fait par un deuxième anticorps couplé à des particules d’or colloïdal.
Le signal positif apparait sous forme de bande rose, visible à l’oeil nu. La durée totale de réalisation du test est de 15 minutes.

Utilisation des anticorps monoclonaux

Pour la détection des parasites par immunofluorescence ou détection des copro-antigènes par immunofixation ou ELISA.

Diagnostic sérologique

Dosage des IgG sériques par ELISA, dont l’intérêt est l’étude épidémiologique.

Diagnostic moléculaire

Intérêt actuel de la PCR en temps réel : elle permet de détecter le parasite et de déterminer le génotype spécifique.

TRAITEMENT [1, 2, 3, 5, 12, 15, 18, 27]

Le traitement fait appel aux nitro-imidazolés : métronidazole (Flagyl®) à la dose de 250 mg trois fois par jour chez l’adulte (chez l’enfant 30 mg/kg par jour) pendant 5 jours, ou tinidazole (Fasigyne®) ou secnidazole (Secnol®) 2 g en dose unique (30 mg/kg par jour chez l’enfant pour le secnidazole, 50 à 70 mg/kg par jour pour le tinidazole). En seconde intention, on peut prescrire l’albendazole (Zentel®), 400 mg par jour pendant 5 jours. Les benzimidazolés de type albendazole (ESKAZOLE®) ou mébendazole (VERMOX®) et la paromomycine (HUMATIN®) peuvent être utilisés.
En cas de résistance : Les résistances vraies sont rares, il s’agit le plus souvent de réinfestations familiales, ce qui impose un examen de selles de l’entourage. Si la résistance est avérée, on peut utiliser la Quinacrine (Mépacrine) qui présente une très bonne efficacité. Ses effets secondaires sont importants et responsables d’une mauvaise observance (réservés aux Pharmacies Hospitalières). En cas de giardiose rebelle, on peut avoir recours également à la nitazoxanide (Alinia®) en autorisation temporaire d’utilisation (ATU) nominative (réservés aux Pharmacies Hospitalières). Un contrôle des selles 1 mois après la fin du traitement est conseillé. La persistance des parasites doit faire évoquer une nouvelle contamination par défaut de respect des règles d’hygiène, une réinfection familiale ou un échec du traitement.

PREVENTION [1, 2, 3, 5, 12, 15, 18, 27]

La prévention repose essentiellement sur l’hygiène individuelle et collective. En revanche, l’eau de boisson non contrôlée peut être une source d’infection dans toutes les zones géographiques. En parallèle, il faut dans les régions tropicales, lutter contre le péril fécal qui est dû à la dissémination incontrôlée des fèces humaines contenant des kystes ou des oeufs. Il est le reflet du niveau d’hygiène. Vaccination : Un vaccin efficace pourrait arrêter la transmission féco-orale et la transmission par l’eau en réduisant la contamination de l’environnement.
Le vaccin vétérinaire est très demandé en raison de la grande prévalence de la giardiose chez les animaux domestiques et du risque de zoonose. Le vaccin GiardiaVax a été commercialisé pour les chiens et les chats aux USA.

Examen microscopique

L’examen microscopique des selles comprend :
– Un examen direct à l’état frais ;
– Un examen direct après coloration ;
– Un examen après concentration.
 Examen à l’état frais
Il constitue la première étape de l’examen microscopique des selles, c’est le procédé le plus simple et le seul qui permet d’observer vivantes les formes végétatives des protozoaires.
Technique :
– Sur une lame porte objet bien propre, déposer une goutte de sérum physiologique et une portion de selles prélevée à plusieurs endroits de l’échantillon à l’aide d’une baguette de verre.
– Mélanger de façon à obtenir une dilution homogène fine.
– Recouvrir d’une lamelle et examiner toute la préparation.
L’examen de la préparation se fait d’abord à l’objectif 10X qui permet de repérer les formes végétatives, les kystes et certains oeufs.
L’identification des protozoaires et des oeufs se fait à l’objectif 40X.
Remarque : Les selles liquides ne sont pas diluées avec le sérum physiologique.
 Examen après coloration
Coloration au lugol
– Solution Iodo-iodurée
– Technique
o Iode = 1g
o Iodure de potassium = 2g
o Eau distillée = 100ml
A conserver au maximum un mois en flacon brun hermétiquement bouché.
L’examen se pratique comme à l’état frais entre lame et lamelle en ajoutant simplement à la préparation une goutte de la solution de Lugol.
L’iode colore les kystes en jaune, à l’exclusion de la paroi des structures nucléaires (vacuoles intra-cytoplasmiques, le noyau, la membrane cytoplasmique) et les corps cristalloïdes qui se détachent par réfringence.
NB : Le lugol détruit les formes végétatives.
 Examen après concentration par la technique de Ritchie modifiée
Il s’agit de la technique de concentration de routine utilisée par le service de Parasitologie du CHNU de Fann.
 Avantage
Simple, peu coûteuse, concentre bien les oeufs d’helminthes et les protozoaires (kystes et formes végétatives).
 Principe
C’est une technique physico chimique ou diphasique de concentration. La concentration des parasites est basée sur la balance hydrophile-lipophile des particules fécales (débris, parasites) mises en présence de deux phases liquides non miscibles. Le liquide de dilution étant une solution de formol à 10 %.
 Matériels
– Baguette de verre (2 par selle)
– Verre à pied en plastique (2 par selle)
– Cône en verre
– Centrifugeuse
– Compresses
– Pipette pasteur
– Lames à bords rodés (1 à 2 lames par selles)
– Lamelles (22 x 22 mm, 1 à 2 lames par selles)
– Microscope à objectifs (10, 20, 40, 100).
 Réactifs
– Solution aqueuse à 10 % de formol commercial
– Ether.
 Technique
– Mélanger un volume de selle dans dix volumes du liquide de dilution
– Laisser sédimenter pendant une minute
– Tamiser avec une couche de gaze
– Recueillir 6 mL de filtrat dans un tube à centrifuger à fond conique
– Ajouter 3 mL d’éther
– Boucher le tube avec un bouchon
– Appliquer le pouce sur l’orifice du tube ainsi protégé
– Emulsionner en agitant vigoureusement pendant trente secondes à une minute
– Déboucher avec précaution pour faire évacuer les gaz
– Centrifuger immédiatement à 1500 tours pendant dix minutes : on obtient quatre couches
– Verser le surnageant (laisser l’ouverture du tube dirigée vers le bas et essuyer les parois avec du papier filtre)
– Retourner le tube et prélever le culot à l’aide d’une pipette Pasteur
– Examiner au microscope.

Prévalence des cas de giardiose

Sur une période allant de 2011 à 2015, 4845 patients ont été admis au Laboratoire de Parasitologie-Mycologie du CHNU de Fann pour un examen parasitologique des selles. Au total, 129 cas positifs ont été recensés soit une prévalence globale de la giardiose de 2,66 %.

Répartition de la giardiose en fonction de la forme observée

L’examen microscopique à l’état frais a permis d’observer la forme kystique largement dominante chez 118 patients soit 91,47 % des cas alors que la forme trophozoïte n’a été identifiée que chez 2,32 % de la population d’étude, ceci pouvant être lié à la lyse rapide des formes végétatives au bout de quelques heures (3 heures) rendant leur identification impossible. Il faut toutefois préciser que chez certains patients (6,20 %), l’association des deux formes a été observée (Figure 13).

Répartition en fonction des autres espèces associées :

Les patients infectés par Giardia intestinalis seul représentent la majorité des cas avec 75,2 % de la population d’étude. Seuls 32 patients soit 24,8 % avaient présenté des polyparasitismes.
Six types de biparasitisme sont observés correspondant à 27 cas au total. Par conséquent, le biparasitisme représente 84,4 % des associations. A ce niveau l’association la plus fréquente est G.intestinalis – Blastocystis hominis avec un taux de 50 %.
Quatre types de triparasitisme correspondant à 4 cas avec un taux de 12, 5 % des associations ont été notés.
Un seul cas de quadriparasitisme a été observé, c’est l’association la plus faible avec un taux de 3,12 % de l’ensemble des associations.

DISCUSSION

Les résultats des examens parasitologiques des selles ont été collectés à partir des données des registres d’analyse.
Des informations incomplètes sur les patients à qui l’examen de selles devait être effectué ont été notées très souvent en particulier relatives à l’âge, au sexe, voir au diagnostic. En outre, l’origine géographique des patients ainsi que leurs activités professionnelles n’étaient pas indiquées.
Ces lacunes constituent un facteur limitant pour l’interprétation des résultats.
En ce qui concerne les années, une légère croissance du nombre d’examens demandés a été notée passant de 931cas en 2011 à 1024 cas en 2015.
Parmi les 4845 examens effectués, 129 étaient positifs à la giardiose soit un taux de prévalence de 2,66 %.
Au Sénégal, JUMINER et coll en 1971, dans une étude portant sur un établissement sanitaire établi à Niakhar dans la région de Fatick, avaient trouvé une prédominance d’Entamoeba coli, suivi de Giardia intestinalis avec 22,3 % [18]. Diouf et coll en 2000, dans une étude de prévalence des parasitoses intestinales chez, les enfants en zone rurale Sénégalaise, avaient rapporté une prévalence de 31% avec comme principale espèce Gardia lamblia 45,3 % [9].
En 1999, Dieng et coll. [8] trouvaient que Giardia et E. coli étaient les parasites les plus fréquemment isolés chez des habitants d’une zone périurbaine au Sénégal (Yeumbeul). Sylla et coll. [32], lors d’une étude réalisée entre 2006 et 2010 au Laboratoire de Parasitologie et de Mycologie du CHU de Fann, ont montré une prévalence de 26,8% des parasitoses intestinales dont 83% étaient des protozoaires et Giardia intestinalis était la plus fréquente. En 2014 à Keur Socé (Kaolack) : 72,48% du spectre parasitaire étaient représentés par les kystes de Giardia intestinalis [10].
La présente étude rapporte une augmentation des cas de giardiose passant de 20 cas en 2011 à 36 cas en 2015 correspondant à des prévalences respectives de 2,14 % et 3,51 %.
D’autres études réalisées au Sénégal ont retrouvé des taux de prévalence assez élevés.
A Guédiawaye, en 2006 Ndiaye avait trouvé un taux de prévalence de 20,8% pour G. intestinalis [23]. Dans cette même ville de Guédiawaye, Sy M. avait trouvé pour ce parasite en 2001 un taux de prévalence de 22,5% [31]. En zone rurale, MESTASSI en 2000, avait trouvé une prédominance de cette espèce avec un taux de prévalence de 63,6 %, taux très important [22].
Les résultats de la présente étude montre une prévalence plus faible de la giardiose à Dakar vis-à-vis des zones péri-urbaines et rurales. La prévalence de la giardiose serait fortement liée aux conditions hygiéno-diététiques.
Dans notre étude, l’âge variait entre 0 et 83 ans.
La population d’étude dont l’âge est compris entre 2 et 14 ans est la plus représentative avec une fréquence de 50 % suivie de près de la catégorie d’âge de 15 ans et plus avec 47.9 %. Dans de rares cas, la survenue de la giardiose peut apparaitre précocement dans les premières années de la vie. En effet, 2 cas ont été rapportés dans la présente étude chez des enfants de moins de 2 ans.
Des études antérieures ont déjà montré des résultats similaires chez les enfants de moins 15 ans. En effet, Ndir et coll. [24] ont enregistré une prévalence de 22,5 % de Giardia intestinalis chez les enfants de moins de 15ans au cours d’une étude menée au centre de Santé Roi Baudoin de Guédiawaye en février 2002.
Une étude réalisée au niveau de la zone Sud-Est du Sénégal, a montré une forte prévalence du portage de parasites intestinaux chez les enfants de moins de 10 ans, avec un taux de 14,02 % pour Giardia intestinalis [25]. Tine et coll en 2013, en évaluant l’effet des parasitoses intestinales sur l’anémie et le statut nutritionnel chez l’enfant de moins de 10 ans en milieu rural, avaient retrouvé une prédominance de Giardia intestinalis (15,6%) [33].
En ce qui concerne la symptomatologie, on constate que dans cette étude, 50 % des patients présentaient des signes cliniques dominés essentiellement par les douleurs abdominales. L’examen microscopique à l’état frais a permis d’observer la forme kystique largement dominante chez 118 patients soit 91,47 % des cas. Ceci témoigne de la résistance du parasite sous cette forme kystique.
Par ailleurs, les selles des patients porteurs de Giardia intestinalis étaient pâteuses dans la majorité des cas, soit 45,8 % des échantillons.
D’autres études réalisées dans la sous-région Africaine et un peu partout dans le monde ont retrouvé des taux de prévalence assez élevés.
En Afrique de l’Est, une étude conduite par Buzigi et al en Ouganda en 2014 a montré une prévalence des parasitoses intestinales de 54,4% et la giardiose était la parasitose entérique la plus fréquente [4].
Develoux et coll en 1989 avaient réalisé un examen parasitologique des selles chez 1368 enfants de la ville de Niamey (Niger), six cent soixante-dix –huit d’entre eux (49,6%) étaient porteurs d’au moins un parasite pathogène et le plus fréquent était Giardia intestinalis avec un taux de 31,7 % [7].
La prévalence de la giardiose à Dakar reste toutefois beaucoup moins importante que celle observée dans certaines capitales africaines.
Les effets délétères de G. intestinalis sur la croissance et la santé des enfants ont été démontrés par plusieurs auteurs [17].
Ce parasite est connu pour sa capacité à induire des diarrhées, des syndromes de malabsorption pouvant conduire à une malnutrition proteino-energetique, une carence en vitamine A, en fer, acide folique et vit B12 [11, 28].
Sur le plan clinique, 50 % des patients de la présente étude présentaient des signes cliniques dominés essentiellement par les douleurs abdominales alors que 34 % étaient asymptomatiques. Toutefois, il y a eu 16 % de patients pour qui l’aspect clinique n’a pas été renseigné.
La répartition des cas de giardiose en fonction des signes cliniques montre ainsi que les sujets parasités par Giardia intestinalis peuvent être aussi bien symptomatiques qu’asymptomatiques. En dehors des situations où Giardia a été retrouvé seul, des polyparasitismes ont été notés dans 24,8 % des cas avec une prédominance du biparasitisme représentant 84,4 % des associations. A ce niveau, l’association la plus fréquente est G.intestinalis – Blastocystis hominis avec un taux de 50 %. D’autres espèces ont également été retrouvées à savoir Entamoeba coli (18,75 %) et Endolimax nana (6.25 %).
Des études antérieures ont déjà montré que l’association la plus fréquente était représentée par le kyste d’Entamoeba coli et kyste de Giardia intestinalis [10]. Ceci s’explique en partie par l’insuffisance de données sur la prévalence de B. hominis et son rôle pathogène en Afrique particulièrement au Sénégal.

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : REVUE DE LA LITTERATURE
I. EPIDEMIOLOGIE
I.1. L’agent Pathogène
I.1.1. Classification
I.1.2. Morphologie
I.1.3. Habitat
I.1.4. Physiopathologie
I.2. Mode de transmission
I.3. Le réservoir de parasites
I.4. Cycle biologique
I.5. Facteurs favorisants
I.6. Répartition géographique
II. ASPECTS CLINIQUES
II.1. Chez l’adulte
II.2. Chez l’enfant
III. DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE
III.1. Examen Parasitologique des selles
III.1.1. Prélèvement
III.1.2. Conservation des selles
III.1.3. Examen direct
III.2. Tubage duodénal
III.3. Entéro-test
III.4. Diagnostic indirect
III.4.1. Tests de diagnostic rapide
III.4.2. Utilisation des anticorps monoclonaux
III.4.3. Diagnostic sérologique
III.4.4. Diagnostic moléculaire
IV. TRAITEMENT 
V. PREVENTION
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL PERSONNEL
I. METHODOLOGIE
I.1. Cadre d’étude
I.2. Type et période d’étude
I.3. Population d’étude
I.3.1. Critères d’inclusion
I.3.2. Critères de non inclusion
I.4. Collecte de données
I.4.1. Outil de collecte
I.4.2. Variables étudiées
I.4.3. Examens de laboratoire
I.4.3.1. Prélèvement
I.4.3.2. Méthodes de Recherche
I.4.3.2.1. Examen macroscopique
I.4.3.2.2. Examen microscopique
I.4.4. Saisie et analyse des données
II. RESULTATS
II.1. Prévalence des cas de giardiose
II.2. Caractéristiques épidémiologiques
II.2.1. Répartition des examens parasitologiques des selles effectuées selon l’année
II.2.2. Prévalence de la Giardiose sur les EPS collectés par année
II.2.3. Répartition de la giardiose en fonction de l’année
II.2.4. Répartition des cas de giardiose selon les mois
II.2.5. Répartition en fonction du sexe
II.2.6. Répartition de la Giardiose en fonction de l’âge :
II.2.7. Répartition de la Giardiose en fonction de l’âge et du sexe
II.3. Caractéristiques cliniques
II.4. Caractéristiques parasitologiques
II.4.1. Répartition en fonction de l’aspect macroscopique des selles
II.4.2. Répartition de la giardiose en fonction de la forme observée
II.4.3. Répartition en fonction des autres espèces associées :
III. DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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