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LES MÉTHODES PHYSIQUES D’EXTRACTION, D’ANALYSE ET D’IDENTIFICATION DES COMPOSÉS ORGANIQUES VOLATILS ÉMIS PAR UN ÉCHANTILLON
Diverses méthodes sont envisageables pour l’extraction, l’analyse et l’identification des composés organiques volatils (COV).
La technique de l’espace de tête et la micro extraction sur phase solide (MEPS) sont les techniques d’extraction des COV, les plus typiquement employées.
Les techniques d’extraction et de pré-concentration
La technique de l’espace de tête ou headspace permet d’analyser les composés organiques volatils émis par un échantillon, liquide ou solide mis dans un récipient clos. L’espace de tête correspond à la phase gazeuse entourant l’échantillon et en équilibre avec ce dernier. Un volume de cet espace de tête est ensuite prélevé pour l’analyse. La technique de l’espace de tête peut prendre deux aspects, soit statique, où le prélèvement se fait dans l’espace de tête directement avec un volume constant, soit dynamique après piégeage de l’analyte sur un support que l’on désorbe par un choc thermique ou par solvant [20, 21].
L’espace de tête statique (HS)
Cette technique consiste à prélever la phase gazeuse qui se trouve en équilibre avec l’échantillon. Dans ces conditions la quantité de chaque composé organique volatil dans le volume de l’espace de tête est proportionnelle à sa concentration dans l’échantillon [22].
L’espace de tête dynamique (HD) ou « Purge and Trap » (P &T)
Cette technique consiste à entraîner la phase gazeuse au-dessus de l’échantillon par un flux de gaz continu vers le piège d’adsorbant [23].
La technique de l’espace de tête dynamique est une méthode très utilisée pour l’analyse des arômes [24, 25, 26], des polluants de l’air [27] et des composés organiques volatils. La technique est aussi appelée « Purge and Trap » (P & T) [28,29]. Après l’adsorption sur un piège d’adsorbant, les composés sont désorbés soit par chauffage puis envoyés en tête de colonne chromatographique [30], soit par solvant [31]. La figure 4 montre le dispositif de P &T [4].
La collecte d’effluves
La collecte d’effluves est une technique de l’espace de tête dynamique qui permet d’extraire et de quantifier les substances, réellement émises par la source, contenues dans un volume d’air donné. La totalité des composés organiques volatils est transférée vers le piège d’adsorbant par un balayage gazeux. La figure 5 illustre le dispositif de collecte d’effluves utilisée par Rochat et al. [32].
La méthode utilisée pour la collecte d’effluves, décrite par F. Mathieu, comporte deux étapes :
– la concentration des substances sur un piège d’adsorbant ;
– la désorption des substances piégées par un solvant ou directement vers la méthode d’analyse choisie [31].
La désorption
La désorption est un phénomène de surface par lequel les molécules adsorbées aux sites récepteurs de l’adsorbant s’en détachent.
La désorption par solvant
La désorption par solvant présente une mise en œuvre plus aisée. Elle permet d’obtenir un échantillon liquide. En effet, les forces de Van der Waals agissent à très courte distance autour des sites récepteurs de l’adsorbant. Chaque soluté est soumis à une force de rétention par l’adsorption et à une force d’entraînement par l’élution. L’équilibre entre ces forces détermine la migration différentielle des solutés du mélange et donc leur séparation [38]. Le solvant va saturer tous les sites récepteurs de l’adsorbant et gêner le retour des molécules du soluté sur l’adsorbant. La molécule, finalement décrochée de l’adsorbant, est recueillie dans l’éluât.
La désorption thermique
Cette technique consiste, soit à introduire dans un soxhlet le cartouche d’adsorbant et extraire au solvant les produits adsorbés ; soit à introduire directement l’aiguille de la seringue SPME contenant l’extrait dans un injecteur de chromatographe en phase gazeuse. Une élévation de la température permet de désorber les produits recherchés.
La microextraction sur phase solide (MEPS)
La microextraction sur phase solide (MEPS), appelée aussi la microextraction sur fibres (en anglais Solid-Phase Microextraction, SPME), a été introduite au début des années 1990 par Arthur et Pawliszyn. Cette nouvelle méthode permet l’extraction de molécules organiques plus ou moins polaires, volatiles ou semi-volatiles, à partir d’échantillons aqueux, solides ou gazeux, même à l’état de traces. C’est une méthode simple, rapide, sans solvant et qui ne nécessite qu’un petit volume d’échantillon. L’instrument de la MEPS se présente sous la forme d’un ensemble seringue-aiguille. À l’intérieur de l’aiguille est positionnée une fibre de silice fondue recouverte d’un ou plusieurs polymères. Les composés sont extraits par adsorption sur la fibre qui peut être réutilisée une centaine de fois. Elle est introduite directement dans un milieu ambiant ou confiné, par exemple un espace de tête. Une fois concentrés sur la fibre SPME, les composés chimiques peuvent être désorbés par voie thermique dans l’injecteur d’un chromatographe en phase gazeuse ou par entraînement par la phase mobile si l’analyse est réalisée par chromatographie en phase liquide. La SPME respecte l’environnement et la structure des échantillons (Fig. 6.) [39, 40, 41, 42, 43, 44].
La chromatographie est une technique de séparation, de quantification et/ou d’identification des constituants présents dans des mélanges variés. L’avantage de la chromatographie est de permettre la séparation en un temps relativement court.
Analyse chromatographique
Le mot chromatographie vient du grec khromatos, couleur et graphein, écrire. Suite aux travaux de Hieronymus Brunschwig en 1512 et de David Talbot Day en 1897, le botaniste russe Mikhaïl Semenovich Tswett sépara, sous une forme moderne, en 1903 des pigments végétaux en solution dans de l’éther de pétrole sur des colonnes remplies de substances adsorbantes. Tswett (1906) baptisa son procédé « chromatographie » et inventa le terme de « chromatogramme » correspondant au tracé de la composition de la phase éluée au cours du temps [45].
De nos jours, ce terme recouvre plus généralement toutes les méthodes d’analyse physico-chimique de séparation des constituants d’un mélange en phase homogène liquide ou gazeuse. Elles sont basées sur les différences d’affinités des substances à analyser à l’égard de deux phases non miscibles, l’une stationnaire ou fixe (solide adsorbant, solide poreux, ou liquide fixé sur un support inerte), l’autre mobile (liquide ou gaz).
Parmi les méthodes chromatographiques, les plus courantes sont la chromatographie sur couche mince (CCM), la chromatographie en phase gazeuse (CPG) et la chromatographie en phase liquide à haute performance (CLHP).
La chromatographie en phase gazeuse a été découverte par Archer John Porter Martin et Richard Laurence Millington Synge [46].
La phase mobile est un gaz inerte (hélium, azote, argon ou hydrogène) appelé gaz vecteur qui sert à entraîner les constituants à travers la colonne. À la sortie de la colonne, les constituants sont récupérés suivant leur temps de rétention identifiés comparativement à ceux des produits étalons pris dans les mêmes conditions. Le choix du gaz est conditionné par le détecteur. Le passage des constituants vers la phase mobile ne dépend pas de leur solubilité mais de leur pression de vapeur. Il existe deux types de chromatographie en phase gazeuse (Tab.1.) selon la nature de la phase stationnaire : la chromatographie gaz-liquide et la chromatographie gaz-solide.
Purification des solvants par distillation fractionnée à la pression atmosphérique
La distillation fractionnée nous a permis d’obtenir de l’azéotrope éthanol-eau, du dichlorométhane et de l’eau distillée.
Appareil pour distillation fractionnée
L’ensemble de l’installation comporte : un ballon de distillation surmonté d’une colonne Vigreux muni d’un thermomètre en tête de colonne et d’un réfrigérant droit. Les différentes fractions de distillation sont récupérées dans des récepteurs d’un séparateur de Pauly.
Lors de la distillation, le ballon est plongé dans un bain d’huile chauffé à l’aide d’un agitateur magnétique chauffant. La température du bain est contrôlée à l’aide d’un thermomètre. Avant de commencer à distiller, les vérifications suivantes s’avèrent nécessaires : les rodages graissés et emboités et la circulation de l’eau dans leur réfrigérant.
Description de la distillation fractionnée
Un échantillon de 100 cm3 du mélange à distiller a été introduit dans un ballon de 250 cm3 surmonté d’une colonne Vigreux de quatorze plateaux. La cuve du thermomètre se trouve bien juste en dessous du niveau de la tubulure latérale de la colonne Vigreux. Le bain d’huile a été chauffé assez rapidement jusqu’au voisinage de la température d’ébullition du produit pur correspondant, 76°C pour l’éthanol, 97°C pour l’eau et 36°C pour le dichlorométhane.
La température de chauffage a été réglée pour obtenir un débit régulier du distillat et permettre de recueillir à peu près une goutte de distillat par seconde. Les paliers de distillation ont été bien repérés pour pouvoir changer de ballon récepteur pour chaque nouvelle fraction. Le chauffage a été arrêté lorsqu’il ne reste plus qu’un résidu visqueux dans le ballon de distillation. Après avoir enlevé le moyen de chauffage, le tout a été laissé refroidir jusqu’à température ambiante.
Les températures de passage des différentes fractions de la distillation fractionnée de l’échantillon (l’azéotrope éthanol-eau, l’eau et le dichlorométhane) à la pression atmosphérique, ainsi que leurs volumes et leurs aspects respectifs ont été notées.
Collecte d’effluves
Les composés volatils émis par les matériaux végétaux ont été collectés sur un adsorbant à base de polymère poreux du type éthylvinylbenzène-divinylbenzène, le Porapack Q.
L’échantillon, constitué par 200 g de feuilles avec leurs tiges ou 200 g de branches, a été introduit dans une enceinte en verre clos relié avec le piège d’adsorbant Porapack Q. Avant la mise en place du matériel végétal, l’adsorbant Porapack Q a été rincé avec 100 µl d’eau, puis 100 µl d’éthanol, enfin 300 µl de dichlorométhane fraichement distillés pour éliminer les contaminants organiques.
Deux débits différents ont été réalisés pour échantillonner les composés volatils émis par le matériel végétal. Chaque échantillonnage a été effectué pendant 18 heures dès la mise en place du matériel végétal dans le porte échantillon.
La vanne de réglage de la bouteille d’air médical permet de fixer le nombre de bulles d’air médical entrant dans le porte échantillon par unité de temps : une bulle par seconde pour le premier échantillonnage et trois bulles par seconde pour le second échantillonnage. En manipulant le robinet de la rampe à double flux liée à la trompe à eau, le nombre de bulles d’air médical par unité de temps, sortant du porte échantillon, est fixé à trois bulles par seconde. Le débit d’air médical est donné par le volume total de bulles d’air, de diamètre 1,3 cm par unité de temps (Tab.4.).
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE 1 : LES COMPOSÉS ORGANIQUES VOLATILS ET LES SUBSTANCES SÉMIOCHIMIQUES
1. Les composés organiques volatils
2. Les substances sémiochimiques
2.1. Les phéromones
2.2. Les allélochimiques
2.3. Le Melia azedarach Linnaeus
CHAPITRE 2 : LES MÉTHODES PHYSIQUES D’EXTRACTION, D’ANALYSE ET D’IDENTIFICATION DESCOMPOSÉSORGANIQUESVOLATILSÉMIS PAR UNÉCHANTILLON
1. Les techniques d’extraction et de pré-concentration
1.1 L’espace de tête statique (HS)
1.2 L’espace de tête dynamique (HD) ou « Purge and Trap » (P & T)
1.3. La collecte d’effluves
1.3.1. La concentration des substances sur un piège dadsorbant
1.3.2. La désorption
1.4. La microextraction sur phase solide (MEPS)
2. Analyse chromatographique
CHAPITRE 3 : MATÉRIELS ET MÉTHODES
1. Extraction des COV émis par les feuilles et tiges, branches du Melia azedarach L.
1.1. Matériel végétal
1.2. Dispositif de collecte d’effluves
1.3. Lavage et séchage des verreries
1.4. Purification des solvants par distillation fractionnée à la pression atmosphérique
1.4.1 Appareil pour distillation fractionnée
1.4.2 Description de la distillation fractionnée
2. Collecte d’effluves
3. Analyse chromatographique
CHAPITRE 4 : LES RÉSULTATS EXPÉRIMENTAUX ET LA DISCUSSION
1. Distillation fractionnée à la pression atmosphérique
2. Analyse chromatographique 30
2.1. Les composés organiques volatils de l’air médical et du dispositif
2.2. Les composés organiques volatils émis par les feuilles et tiges du « Voandelaka »
2.3. Les composés organiques volatils émis par les branches du « Voandelaka »
2.4. Identification des composés volatils désorbés
CONCLUSIONS
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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