Soutenance mémoire
Présentation des analyseurs d’hématologie
Principes fondamentaux des automates d’hématologie
Les analyseurs d’hématologie actuels allient principalement trois technologies : la centrifugation, l’impédance électronique et l’analyse du trajet de la lumière (1).
i. Centrifugation Les diverses cellules sanguines ayant des densités différentes, la centrifugation du sang dans un tube à microhématocrite permet de les séparer selon différentes strates. De plus, un flotteur cylindrique, dont la densité spécifique se situe entre celle du plasma et celle des cellules de la lignée rouge, permet d’étaler la strate des leucocytes. La surface interne du tube capillaire est recouverte d’acridine orange, un tampon fluorescent qui colore notamment l’ADN, l’ARN, les lipoprotéines ou encore les glucosamines : les hématies ne sont pas colorées, les granulocytes apparaissent orangés, les lymphocytes et monocytes vert brillant, et les plaquettes jaune pâle. La fluorescence émise par les cellules dans le tube permet alors d’accéder à une mesure des valeurs suivantes : le comptage des globules blancs totaux, des granulocytes, des lymphocytes/monocytes, des plaquettes et l’hématocrite exprimé en pourcentage.
ii. Impédance électronique L’impédance électronique est un procédé proposé dans les années 1950 par Coulter, et toujours d’actualité. Les cellules sont de faibles conducteurs d’électricité. Si celles-ci sont donc suspendues dans une solution d’électrolytes, puis passées une à une à travers deux électrodes entre lesquelles circule un courant continu, le passage de chacune d’entre elles induit une variation du courant et donc de la conductance de la solution d’électrolytes. Cette variation de conductance est proportionnelle à la taille de la particule et en permet donc une mesure se basant sur l’amplitude de la pulsation créée.
Certains automates associent à cette technologie l’analyse par radiofréquence. La méthode de courant direct permet certes de mesurer la cellule entière, incluant le noyau et le cytoplasme, mais la radiofréquence, basée sur une méthode de courant alternatif, permet d’ajouter une information sur la taille de la cellule sur la base de sa densité globale (ce qui est sensiblement le reflet des densités nucléaire et granulaire). La combinaison des deux permet alors d’accéder à la taille de la cellule, la taille du noyau et donc au rapport nucléocytoplasmique.
Enfin, l’utilisation de réactifs de lyse cellulaire est une deuxième possibilité de combinaison à l’impédance électronique. Ces réactifs permettent de diminuer ou éliminer la membrane plasmique des cellules et laissent donc des noyaux « nus ».
iii. Analyse du trajet de la lumière Les cellules peuvent être détectées et donc comptées en passant à travers un faisceau de lumière plutôt qu’à travers un courant électrique : c’est le principe
de la cytométrie en flux. Bien que de vieux automates utilisent des lampes à mercure ou halogènes, les lasers sont aujourd’hui les sources lumineuses les plus fréquemment choisies. Le rayon, au passage de chaque cellule dans une cellule de débit, est réfléchi, réfracté et diffracté. L’analyse de ces différentes déviations de la lumière permet une mesure du volume cellulaire, de la surface cellulaire, de la lobulation du noyau, et de la granularité cellulaire.
Les cellules de débit, constitué de quartz pour qu’elles soient transparentes et ne gênent donc pas le trajet lumineux, ont une forme à section décroissante qui permet l’accélération du liquide de gaine (assurant un flux laminaire) dans lequel les cellules baignent : cela permet le passage individuel de chacune d’entre elles.
Le Sysmex XT-2000iV
Après aspiration et dilution proportionnée du specimen sanguin de manière à obtenir une teneur prédéfinie, des réactifs de lyse suppriment les hématies et les plaquettes (2). L’automate Sysmex XT-2000iV analyse alors la formule leucocytaire grâce à une réaction cytochimique des globules blancs avec d’autres réactifs : les membranes cellulaires sont perforées de telle sorte qu’un fluorochrome (à base de polyméthine) puisse entrer dans la cellule et se lier aux acides nucléiques (3). S’en suit ensuite une analyse par fluoro-cytométrie en flux. Chaque cellule passe alors devant un laser semi-conducteur dans la chambre de mesure. Trois signaux sont analysés pour séparer les différentes cellules : la diffusion frontale de la lumière (FSC : « forward scatter »), la diffusion latérale de la lumière (SSC : « side scatter ») et la fluorescence latérale de la lumière (SFL : « side fluorescence light »). Le volume de la cellule est corrélé à l’intensité de la diffusion frontale, quand la diffusion latérale apporte une information sur la taille du noyau ou sur les granulations. La fluorescence, elle, indique la quantité d’acide nucléique (ADN et ARN) de chaque cellule. Un diagramme de dispersion (ou scattergram) est alors formé : les cellules y sont disposées selon leur SSC en abscisses, et leur SFL en ordonnées. Elles forment alors des populations similaires qui dessinent des « nuages de points » identifiables sur le diagramme, qui correspondent chacun à un type cellulaire : GNN, GNE, GNB, monocytes, lymphocytes, globules rouges non lysés.
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Guide du mémoire de fin d’études avec la catégorie Validations et erreurs des analyseurs d’hématologie |
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Table des matières
Liste des figures
Liste des abréviations
Introduction
I. Etude bibliographique
A. Présentation des analyseurs d’hématologie
1. Principes fondamentaux des automates d’hématologie
2. Le Sysmex XT-2000iV
B. Validations et erreurs des analyseurs d’hématologie
1. Validations et erreurs des analyseurs d’hématologie en médecine humaine
2. Validations et erreurs des analyseurs d’hématologie en médecinevétérinaire
II. Etude rétrospective
A. Matériel et méthodes
1. Personnes impliquées dans la réalisation de l’étude
2. Période et durée de l’étude rétrospective
3. Protocole de sélection des hémogrammes
4. Classement des hémogrammes
5. Détermination du champ de cette étude
6. Critères d’évaluation et de compréhension des nuages de points anormaux
B. Résultats
1. Etablissement des groupes de nuages leucocytaires anormaux
2. Les anomalies retrouvées dans les différents groupes
C. Discussion
1. Groupe A : mauvaise espèce attribuée à l’hémogramme
2. Groupe B : extension du nuage des lymphocytes vers le haut
3. Groupe C : extension du nuage des globules rouges non lysés vers la droite
4. Groupe D : extension du nuage des granulocytes éosinophiles vers le haut et vers la droite
Conclusion
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