PRELEVEMENT DU LIQUIDE CEREBRO-SPINAL

PRELEVEMENT DU LIQUIDE CEREBRO-SPINAL

Site de prélèvement

Le site de prélèvement est sélectionné en fonction de la localisation neurologique de la lésion.
Pour les lésions situées au-dessus du trou occipital et jusqu’à l’extrémité de la moelle spinale crânio-cervicale, le LCS est prélevé au niveau de l’espace atlanto-occipital (citerne cérébello médullaire)..Pour les lésions situées en dessous de la moelle spinale crânio-cervicale, le LCS est prélevé au niveau de l’espace intervertébral situé entre la cinquième et la sixième vertèbre lombaire (L5-L6), dans l’espace sous arachnoïdien lombaire.Environ 0.2 ml/kg de LCS peuvent être prélevés sans risque. Il peut être dangereux de prélever plus de 1 ml de LCS en 30 secondes, tout comme prélever plus de 4 à 5 ml sur un chien. (Dewey 2008)

Prélèvement en voie haute

Le prélèvement atlanto-occipital est indiqué lors d’affections touchant les méninges, de la tête et du cou, et généralement lorsque la présentation clinique s’avère être des convulsions, une incoordination généralisée, une tête penchée, ou du tourné en rond.
Lors du prélèvement atlanto-occipital, une zone s’étendant latéralement sur 3-4 cm à partir de la ligne médiane, juste crânialement à la protubérance occipitale et juste caudalement au processus épineux dorsal de l’axis, est tondue et préparée de manière stérile. Le patient est alors placé en décubitus latéral (latéral droit pour les droitiers), le museau est positionné parallèlement à la table et la tête est fléchie ventralement afin d’élargir l’espace atlanto occipital (Fig.1). Attention, une flexion excessive du cou peut résulter en une élévation de la pression intracrânienne et augmenter le risque de herniation du tronc cérébral, ou une occlusion de la sonde endotrachéale.
L’aiguille (le biseau est dirigé crânialement lorsque les lésions sont situées en avant du trou occipital, ou caudalement lorsqu’elles sont cervico crâniales.) est insérée avec des gants stériles, sur la ligne médiane juste en avant du processus épineux dorsal de l’axis dans la zone caudale du triangle formé par les extrémités crâniales des ailes de l’atlas et la protubérance occipitale (fig.). L’aiguille doit être dirigée vers l’extrémité du museau.
La peau peut être préalablement ponctionnée à l‘aide d’une aiguille 18 Ga ou d’une lame de scalpel afin d’éviter une résistance lors de l’introduction de l’aiguille spinale. Généralement, on peut sentir une légère résistance lorsque l’aiguille pénètre la dure mère, ou au contraire une perte soudaine de résistance lors de l’entrée dans l’espace sous arachnoïdien, mais cela n’est pas perçu systématiquement. Le mandrin est alors retiré de l’aiguille et, en évitant la première goutte pour minimiser la contamination de l’échantillon, le LCS est prélevé goutte à goutte dans les tubes de prélèvement (le tube EDTA est le plus important et doit donc être rempli en premier) (Fig.2 et 3).
Si on ne rencontre pas de résistance et que l’aiguille est suffisamment enfoncée pour avoir potentiellement traversé la dure mère, il faut retirer le mandrin et attendre 2-3 secondes avant que le LCS ne s’écoule. S’il ne s’écoule pas, le mandrin peut être replacé et l’aiguille enfoncée plus profondément. La manipulation doit être répétée jusqu’à ce que le LCS apparaisse. Lorsque la position de l’extrémité de l’aiguille n’est pas bonne, il est toujours préférable de retirer complètement le mandrin et de répéter l’opération toutes les 2-3minutes. En effet, la pénétration du bulbe rachidien peut provoquer un arrêt cardio-respiratoire et être mortelle.
Si l’aiguille touche l’os durant la pénétration, il faut la rediriger légèrement en direction crâniale ou caudale et essayer d’atteindre l’espace atlanto-occipital. Dans ce cas, la meilleure solution reste de retirer l’aiguille, réévaluer les points de repère et répéter la procédure.
Si le LCS s’écoule très doucement, une compression de la veine jugulaire peut accélérer le flux. Une fois le liquide prélevé, on retire l’aiguille et on récolte le liquide résiduel de l’aiguille dans l’un des tubes de prélèvement.
Lorsqu’on utilise un cathéter, l’aiguille est introduite comme décrit ci-dessus et doucement enfoncée jusqu’à ce que le liquide apparaisse dans la tubulure transparente fixée à l’aiguille.
b. Prélèvement en voie basse
Le prélèvement dans la citerne lombaire est plus difficile, et est plus à même d’entrainer une contamination sanguine. Cette localisation peut être préférée lors d’affection spinale localisée. Lorsqu’elle est associée à un examen tomodensitométrique, la ponction doit être réalisée antérieurement à la myélographie thoracolombaire.
Pour la ponction lombaire, une zone s’étendant sur 3-4 cm de chaque côté de la ligne médiane juste caudalement aux ailes de l’ilium et crânialement au processus épineux dorsal de L4 est tondue et stérilisée. Le patient est alors placé en décubitus dorsal (latéral droit pour les droitiers), et la région lombosacrée est fléchie en ramenant les membres postérieurs vers l’avant (Fig. 4). Avec des gants stériles, l’aiguille est insérée au niveau de la ligne médiane perpendiculairement à la colonne vertébrale au niveau du bord crânial du processus épineux dorsal de L6 (Fig. 5). Parfois, on observe un tressaillement des membres postérieurs, qui indique que la dure mère a été traversée.
Le mandrin est alors retiré de l’aiguille et, en évitant la première goutte, pour minimiser la contamination de l’échantillon, le LCS est recueilli goutte à goutte dans les tubes de prélèvement.
Si aucun liquide n’est obtenu, le mandrin est replacé et l’aiguille est avancée jusqu’au plancher du canal médullaire. On retire alors le mandrin et on ramène doucement l’aiguille vers soi jusqu’à observer un afflux de LCS.
Si l’aiguille touche un os durant l’insertion, il faut la rediriger légèrement en direction crâniale ou caudale, mais il est préférable de la retirer, de réévaluer les points de repère et de répéter la procédure pour obtenir du liquide.
Contamination sanguine au cours du prélèvement
La présence de sang durant la ponction de LCS est généralement causée par la traversée d’un vaisseau sanguin ou du sinus vertébral et est rarement due à une véritable hémorragie présente dans l’espace arachnoïdien. En cas de saignement, l’aiguille doit être retirée et jetée. La procédure doit alors être répétée avec une nouvelle aiguille. La présence de sang lors de la première tentative n’implique pas que les autres prélèvements de LCS effectués par la suite soient contaminés.
Transport et préparation de l’échantillon
L’analyse du LCS doit être faite le plus rapidement possible car les cellules dégénèrent assez rapidement en raison de sa faible concentration en protéines. Idéalement, les numérations cellulaires et la préparation des lames pour l’examen cytologique doivent être réalisées dans les 30 minutes qui suivent le prélèvement. Après cet intervalle, une déformation significative de la morphologie cellulaire et une diminution de la numération des cellules nucléées peuvent avoir lieu en plus de la lyse cellulaire.
Si l’échantillon ne peut être préparé dans un intervalle de temps raisonnable, il peut être dilué selon une proportion de 1/1 avec de l’éthanol à 40% pour préserver les cellules. Il faut prendre cette dilution en compte lors des calculs de numération cellulaire de l’échantillon.

Table des matières

TABLE DES ILLUSTRATIONS
ABBREVIATIONS
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
CHAPITRE 1 : PONCTION ET ANALYSE DU LIQUIDE CEREBRO SPINAL
I. PRELEVEMENT DU LIQUIDE CEREBRO-SPINAL
1. Indications
2. Contre-indications
3. Complications
4. Matériel
5. Site de prélèvement
a. Prélèvement en voie haute
b. Prélèvement en voie basse
6. Contamination sanguine au cours du prélèvement
7. Transport et préparation de l’échantillon
II. ANALYSE DU LIQUIDE CEREBRO-SPINAL
1. Analyse physique
a. Couleur
b. Turbidité
c. Densité
d. Comptage cellulaire
2. Concentration en protéines
a. Bandelette Multistix
b. Réaction de Pandy
c. Méthode colorimétrique
d. Méthodes turbimétriques
e. Electrophorèse
3. Cytologie du LCS
a. Préparation de l’échantillon
i. Cytocentrifugation
ii. Sédimentation
iii. Filtration membranaire
b. Lecture
i. Composition normale
ii. Principales modifications du liquide cérébro-spinal
CHAPITRE 2 : BASES DE L’EXAMEN TOMODENSITOMETRIQUE
I. PRINCIPES DE FORMATION DE L’IMAGE
1. Définition d’un rayon X
2. Formation d’un rayon X
3. Interaction des rayons X avec la matière
a. Effet photoélectrique
b. Effet Compton
II. MODE DE FONCTIONNEMENT D’UN SCANNER
1. Eléments constitutifs
2. Formation de l’image
a. Acquisition de l’image
b. Traitement et reconstruction de l’image
c. Visualisation de l’image
d. Les réglages de l’appareil
III. QUALITE DE L’IMAGE ET ARTEFACTS
1. Qualité de l’image
a. Le bruit
b. Résolution en contraste
c. Résolution spatiale
d. Epaisseur des coupes
2. Artefacts
a. Artefacts métalliques
b. Artefacts de mouvement
c. Artefacts circulaires
d. Artefacts de volume partiel
IV. PREPARATION DE L’ANIMAL POUR UN EXAMEN TOMODENSITOMETRIQUE
V. L’UTILISATION DES PRODUITS DE CONTRASTE
VI. INTERETS ET LIMITES DU SCANNER DANS L’EXPLORATION DU SNC
1. Intérêts
2. Limites
SECONDE PARTIE : ETUDE RETROSPECTIVE DES RESULTATS CYTOLOGIQUES DE LCS ET DES IMAGES TOMODENSITOMETRIQUES CHEZ 86 CHIENS
I. OBJECTIFS
II. MATERIEL ET METHODES
1. Collecte des données
2. Patients
a. Critères d’inclusion
b. Critères d’exclusion
3. Variables étudiées
a. Epidémiologie, commémoratifs et examen clinique d’admission
b. Prélèvement de LCS
c. Examen tomodensitométrique
d. PCR
e. Bactériologie
III. RESULTATS
1. Signalement et commémoratifs
a. Motifs de consultation
b. Races concernées
c. Age d’apparition
d. Sexe et statut sexuel
2. Traitements avant présentation
3. Etiologies
4. Analyse des résultats cytologiques du LCS
a. Liquides cérébrospinaux normaux
b. Contamination sanguine
c. Liquides cérébrospinaux à protéinorachie élevée et pléocytos
d. Liquide cérébrospinaux à protéinorachie normale et pléocytose
5. Résultats de l’interprétation des images tomodensitométriques
6. Pronostic
IV. DISCUSSION
1. Biais d’échantillonnage
2. Méthodes d’analyse employées
a. Technique d’analyse de la protéinorachie
b. Lecture de la cytologie de LCS
c. Technique d’imagerie employée
d. Diagnostic étiologique
3. Epidémiologie
a. Affections inflammatoires
b. Affections tumorales
c. Affections congénitales
4. Présentation clinique
5. Discussion des résultats d’analyse de LCS
a. Affections inflammatoires
b. Affections néoplasiques
81 c. Affections congénitales
d. Hernies discales
6. Discussion des résultats d’interprétation des images tomodensitométriques
a. Affections inflammatoires
b. Affections néoplasiques
c. Affections congénitales
d. Hernies discales
7. Intérêt des deux examens complémentaires dans l’établissement d’un diagnostic
a. Maladies inflammatoires du SNC
b. Processus tumoral
c. Anomalies congénitales
d. Hernies discales
8. Intérêt des deux examens complémentaires dans l’établissement d’un pronostic
a. Examen tomodensitométrique
b. Examen cytologique du LCS
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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