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DISTRIBUTION DES MICROORGANISMES DANS LE SOL
La distribution des microorganismes dans le sol varie et elle est étroitement liée à la présence d’eau, d’un substrat (substance sur laquelle les cellules microbiennes vivent et se développent) et de nutriments (substance que l’organisme utilise dans son métabolisme pour produire de l’énergie). Dans les systèmes naturels, le substrat le plus utilisé par les microorganismes est la matière organique.
La matière organique du sol est principalement produite par la dégradation des plantes de la surface. Sous le sol, elle peut être transportée plus profondément, mais sa concentration diminue en général avec la profondeur (sauf dans les réservoirs diagénétiques de gaz et de pétrole). La population microbienne diminue avec la profondeur en corrélation avec la décroissance de matière organique.
Le sol peut être délimité en deux parties sur la base de son niveau de saturation en eau. La zone non saturée (ZNS), comprise entre la surface du sol et le toit de la nappe phréatique, se distingue de la zone saturée (ZS) qui correspond à la nappe d’eau libre située sous la ZNS. Du fait de la faible concentration en carbone organique dans la partie basse de la ZNS et dans la ZS, la plupart des bactéries sont dormantes, mais viables. L’infiltration de polluants comme les LNAPL, vient amener ces éléments dans la ZNS. Or, une introduction de carbone organique et de nutriments peut permettre de lancer l’activité bactérienne et d’augmenter la population de microorganismes. Des micro-organismes capables d’utiliser les hydrocarbures pétroliers au cours de leur métabolisme apparaissent donc dès que la pollution est introduite dans le milieu.
Un sol qui contient des hydrocarbures va modifier l’activité des microorganismes. La pollution exerce une pression sélective sur la capacité des bactéries à dégrader les hydrocarbures : elles doivent adapter leur activité enzymatique afin de pouvoir s’y attaquer. Cela engendre des modifications des capacités métaboliques. Une augmentation de la population des organismes capables de transformer les composants présents est aussi observée [Leahy and Colwell, 1990]. L’activité humaine, au travers des multiples sources de pollution, favorise l’apparition de nouvelles souches
aptes à la dégradation des hydrocarbures [van der Meer et al., 1992]. La plupart des bactéries impliquées dans la dégradation des hydrocarbures font partie des genres Pseudomonas, Acinetobacter, Flavobacterium, Rhodococcus, Arthrobacter, Micrococcus et Nocardia. Et les champignons les plus actifs dans la dégradation appartiennent aux genres Aspergillus, Penicillium, Acremonium, Trichoderma, Gongronella et Fusarium [Cao et al., 2009; Chaîneau et al., 1995; Leahy and Colwell, 1990].
LES BACTÉRIES
La réussite des traitements par biodégradation repose sur la présence de bactéries capables de biodégrader les polluants présents.
STRUCTURE
Les bactéries sont des micro-organismes unicellulaires [UMVF, 2014]. Elles sont composées d’un cytoplasme entouré par une membrane plasmique et une paroi cellulaire. Ce sont des procaryotes, car elles ne possèdent pas de noyau ni d’organites. L’ADN (acide désoxyribonucléique) forme un chromosome circulaire unique. La plupart des bactéries sont des cellules de forme ovoïde ou en bâtonnet (bacille), d’une taille allant de 1 à 10 microns (µm) [Lebleu, 2007]. Elles se reproduisent par des divisions cellulaires et sont capables de croître rapidement. La division donne deux cellules-filles identiques qui peuvent se séparer ou rester attachées pour former une chaîne ou un filament.
Grâce à la coloration de Gram (1884), les bactéries peuvent être réparties en deux groupes : les bactéries dites à Gram positif et les bactéries à Gram négatif (Figure II-1). Cette diversité est le fait d’une différence de la structure et de la composition chimique de la paroi cellulaire [Costerton and Cheng, 1975]. En effet, les bactéries Gram positif possèdent à l’extérieur de la membrane plasmique une paroi constituée d’une épaisse couche de peptidoglycane (ou muréine), traversée par des acides teichoïques. Ce peptidoglycane épais peut représenter jusqu’à 90 % des constituants de la paroi bactérienne [Lambert, 2002]. Les acides teichoïques sont riches en groupements phosphates. Ils permettent la fixation du peptidoglycane sur la membrane plasmique des bactéries.
Les bactéries Gram négatives [Lugtenberg and Van Alphen, 1983] ont un peptidoglycane très fin : il n’y a qu’une seule ou au plus deux couches de peptidoglycane qui ne représentent que 5 à 20 % des constituants de la paroi bactérienne. Mais, elles possèdent une membrane externe qui est constituée d’une double couche de phospholipides associés à des molécules de lipopolysaccharides (LPS ou endotoxines) sur la couche externe. La partie la plus externe des LPS (la chaîne O) est riche en groupes phosphates et carboxyles. La membrane externe et la membrane plasmique sont imperméables et elles délimitent l’espace périplasmique (ou periplasme), qui contient de nombreuses enzymes.
D’autres structures externes peuvent être présentes chez certaines bactéries, par exemple, les cils ou flagelles. Ce sont des appendices filamenteux, composés entièrement de protéines, de 6 à 15 μm de long [UMVF, 2014]. Ils constituent les organes de locomotion pour les bactéries qui en possèdent.
Les bactéries possèdent des dispositifs d’adhésion sous la forme de protéines ligands, les adhésines, et des appendices cellulaires, des pilis ou des fimbriae. Ce sont des structures protéiques filamenteuses, de 2 à 3 μm de long, disposées régulièrement à la surface de la bactérie [UPMC].
Le glycocalyx lui, est un feutrage de substances extra polymériques (EPS en anglais pour extra-cellular polymeric substances) présent à la surface des bactéries dans leur milieu naturel. Chez certaines espèces bactériennes, des quantités importantes d’EPS sont synthétisées et engluent les cellules bactériennes et favorisent leur adhésion.
BIOFILMS
Dans la nature, les bactéries sont souvent organisées sous la forme de colonies, appelées biofilms. Grâce à la synthèse des EPS qui forment une matrice qui englobe leurs cellules, la communauté est adsorbée sur un substrat et se protège des conditions de stress extérieures. Les bactéries peuvent être 500 fois plus résistantes aux agents antibactériens sous forme de biofilms que les bactéries planctoniques [Costerton et al., 1995]. Des communications sont échangées entre les cellules du biofilm afin de coordonner leur développement et d’assurer leur défense.
Pour qu’un biofilm se développe, il faut d’abord qu’un microorganisme se fixe sur le substrat (Figure II-2), grâce aux adhésines et à des appendices cellulaires, des pilis ou des flagelles [Monds and O’Toole, 2009; Ploux et al., 2007]. Plusieurs bactéries adhèrent ainsi au substrat ou s’accrochent aux autres bactéries. Lorsqu’un nombre significatif d’organismes sont solidement fixés, la sécrétion du biofilm commence, c’est-à-dire la fabrication des EPS, dans lesquelles les bactéries fixées vont se reproduire et former des colonies imbriquées [Flemming et al., 2007 ; Evans, 2003]. À mesure que le biofilm s’épaissit et vieillit, certaines parties sont dispersées dans le milieu liquide. Des bactéries redeviennent planctoniques avant de s’installer ailleurs ou de disparaître.
Les bactéries du biofilm sont capables de communiquer entre-elles. Le mécanisme de « quorum sensing » (QS) a été découvert dans les années 1960. Il ne nécessite pas de contact physique entre les bactéries et il repose sur la synthèse d’inducteurs chimiques [Javid and Derbyshire, 2011].
Une forme de communication par contact direct a été découverte en 2011 [Dubey and Ben-Yehuda, 2011]. C’est une forme de communication par transfert de cytoplasme via des nanotubes, qui sont des sortes de ponts microscopiques qui relient deux bactéries [Abounit and Zurzolo, 2012; Javid and Derbyshire, 2011].
Des transferts d’électrons peuvent également avoir lieu dans d’autres « ponts » intercellulaires, les nano-filaments (nanowires en anglais) [Reguera et al., 2005]. Ces nano-filaments peuvent s’accrocher à un accepteur d’électrons, du Fe(III) par exemple, et y décharger des électrons (Figure II-3). Le fer est alors réduit. Cela signifie qu’il y a une circulation d’électrons, donc création d’un courant électrique. De plus, les bactéries ne s’accrochent pas seulement aux roches, elles peuvent aussi se connecter électriquement entre-elles [Nielsen et al., 2010 ; Nealson, 2010 ; Ball, 2007 ; Hill et al., 2007 ; Ntarlagiannis et al., 2007].
La fixation à la surface minérale des bactéries et la formation d’un réseau relié par des filaments a tendance à réduire la taille des pores et augmenter la cimentation des grains. Il a été montré que la croissance de biofilms réduisait significativement la porosité et la perméabilité du milieu poreux [Dunsmore et al., 2004].
MÉTABOLISMES ET BIODÉGRADATION
Le métabolisme des bactéries est l’ensemble des réactions chimiques qui leur permettent de produire de l’énergie et de la biomasse. Les réactions du catabolisme (dégradation des molécules) s’accompagnent de la libération d’ATP (Adénosine Tri Phosphate), qui est la forme de stockage de l’énergie dans la cellule. Les réactions d’anabolisme (biosynthèse de molécules) consomment cet ATP et des nutriments externes (riches en N, P, K, …) pour la production de polymères ou de macromolécules.
Pendant la biodégradation, les micro-organismes vont utiliser les polluants pour produire cette énergie. Les polluants sont catabolisés : il y a une oxydation d’un donneur d’électrons (les hydrocarbures) et une réduction d’un oxydant ou accepteur d’électrons (composés oxydants tels que l’oxygène, les nitrates, les sulfates…). En général, la quantité d’accepteurs d’électrons est le facteur limitant pour la biodégradation.
La disponibilité de l’azote (N) et du phosphore (P) est aussi un facteur limitant de la dégradation des hydrocarbures. La fuite d’hydrocarbures dans un milieu qui contient de faibles concentrations en nutriments inorganiques peut engendrer de forts rapports C/N ou C/P, qui ne sont pas favorables à la croissance bactérienne. Les nutriments peuvent être ajoutés sous forme de fertilisants (NH4NO3, KH2PO4…) pour stimuler la biodégradation [Leahy and Colwell, 1990].
Deux sortes de dégradations biologiques se distinguent suivant le type d’accepteur d’électrons :
Les dégradations aérobies : l’accepteur final d’électrons est l’oxygène (respiration),
Les dégradations anaérobies : l’accepteur final d’électrons est un composé autre que l’oxygène : nitrates (dénitrification), manganèse (réduction du manganèse), fer ferrique (réduction du fer), sulfate (réduction des sulfates ou sulfatoréduction), dioxyde de carbone (méthanogénèse).
La première phase de dégradation des hydrocarbures par des bactéries ou des champignons implique l’oxydation des molécules par des oxygénases, ce qui nécessite de l’oxygène comme accepteur d’électrons [Cao et al., 2009; Leahy and Colwell, 1990]. Par exemple, la ring dioxygénase, la méthyl monooxygénase ou la ring monoxygénase responsables du clivage du toluène chez différentes bactéries [Morasch et al., 2002]. Des conditions aérobies sont donc indispensables à l’oxydation des hydrocarbures dans l’environnement.
L’oxydation produit de l’acétyl-CoA [Sabirova et al., 2006]. Ce dernier est alors transformé en énergie et en carbone dans le cycle de Krebs (cycle permettant la transformation de l’acétyl-CoA en carbone et ATP).
La biodégradation complète d’un hydrocarbure en CO2 et H2O est possible, mais souvent une souche bactérienne possède les enzymes nécessaires à quelques étapes de dégradation du composé, mais pas toutes les enzymes requises. Il peut donc y avoir accumulation de métabolites. En revanche, au sein d’une communauté microbienne, il peut y avoir une succession de microorganismes qui vont intervenir pour dégrader la molécule de départ jusqu’en CO2 et H2O. La réaction peut se résumer comme suit : 2HC + 5O2 → 2CO2 + H2O + énergie.
TECHNIQUES DE MONITORING
UTILISATION DE PUITS DE SURVEILLANCE
Jusqu’à présent, les méthodes de surveillance de la biodégradation sont basées sur la mise en place de puits d’observation. A travers ces puits, plus ou moins nombreux et répartis sur tout le site, la lithologie du sous-sol au moment du forage peut être caractérisée, et la concentration des contaminants ou le taux d’oxygène dissous, par exemple, peuvent être mesurés directement à partir d’échantillons d’eau. Ces points de mesure sont discrets. Des cartes d’interpolation des données peuvent néanmoins être construites pour caractériser l’ensemble de l’aquifère : identifier la zone source de la pollution, délimiter le panache et les zones en cours de biodégradation. La résolution de ces interpolations dépend évidemment du nombre de forages, de leur distribution et du nombre d’échantillons analysés, ce qui multiplie d’autant les coûts.
La forte hétérogénéité des aquifères rend ce genre de monitoring inadéquat. Il y a souvent des effets pépites (singularités locales), ce qui augmente l’incertitude des interpolations. De plus, les échantillons souterrains sont mis en contact direct avec l’atmosphère, ce qui peut biaiser les résultats.
Certaines technologies essayent de pallier ces problèmes. Des capteurs comme les PID (détecteurs à photo ionisation) mesurent les composés organiques volatils (COV) et autres gaz directement sur le terrain. Les méthodes « passe-direct » ou Direct-Push en anglais [ITRC, 2006] peuvent aussi être mentionnées ici. Des barres en acier sont équipées avec les électrodes de surveillance et sont directement plantées dans le sol meuble, évitant ainsi le forage de puits traditionnel qu’on doit tuber avant d’y insérer les sondes. La qualité des données est comparable à celle obtenue dans des puits classiques. Cependant, ces méthodes ne sont pas applicables sur tous les sites et cela reste couteux car le maillage doit couvrir une surface assez importante.
Des modèles hydrogéologiques de l’aquifère réalisés à partir des données de puits peuvent permettre d’améliorer le suivi de la dépollution. Mais, faute de disposer d’informations suffisantes sur l’hétérogénéité et pour éviter de manipuler des modèles 3D souvent lourds, les modèles 2D de la dispersion du polluant sont limités.
Ainsi, les procédés biologiques mis en œuvre actuellement s’appuient plus sur le retour d’expériences des industriels, qui reste difficilement transposable d’un site à l’autre, que sur des données mesurées.
UTILISATION DES MÉTHODES ÉLECTRIQUES EN GÉOPHYSIQUE ENVIRONNEMENTALE
Une autre approche de la surveillance de la biodégradation est basée sur les méthodes géophysiques. Elles permettent de mesurer des propriétés physiques du sol (mécanique, électrique, magnétique…) ; elles sont non destructrices et elles peuvent être appliquées à grande échelle, sur de larges surfaces. Les méthodes électriques (tomographie de la résistivité électrique ERT, mesure du potentiel spontané PS, polarisation provoquée PP) sont les plus souvent utilisées en géophysique environnementale et elles peuvent être combinées à d’autres techniques pour augmenter le nombre d’informations obtenues et leur fiabilité : sismique, radar (Ground Penetrating Radar GPR) par exemple. A partir de ces mesures, les propriétés hydrologiques de l’aquifère (porosité, perméabilité, saturation en eau, conductivité de l’eau…) peuvent être déterminées [Ogilvy et al., 2009 ; Garambois et al., 2002 ; Slater and Reeve, 2002] ; un panache de pollution aux hydrocarbures peut être localisé [Flores Orozco et al., 2012 ; Lago et al., 2009 ; Sogade et al., 2006 ; Vanhala, 1997 ; Olhoeft, 1986 ; Towle et al., 1985] ; une biodégradation d’hydrocarbures peut être suivie [Arato et al., 2013 ; Forté and Bentley, 2013 ; Chambers et al., 2010 ; Wilkinson et al., 2010 ; Che-Alota et al., 2009 ; Lane et al., 2006 ; Atekwana et al., 2004 ; Sauck, 2000] ou encore, la recirculation de lixiviats dans une décharge peut être surveillée [Hubé et al., 2010 ; Grellier et al., 2008 ; Arora et al., 2007 ; Bernstone et al., 2000 ; Carpenter et al., 1991] .
La méthode électrique de polarisation provoquée en particulier a été très étudiée en laboratoire et sur le terrain et elle a montré son efficacité pour le suivi de milieux affectés par une activité bactérienne. Le métabolisme des microorganismes induit des modifications des propriétés physico-chimiques du sol (chimie des eaux, potentiel redox, porosité et perméabilité,..), ce qui entraine des changements des propriétés électriques du milieu (résistivité, polarisation aux interfaces…) [Abdel Aal and Atekwana, 2014 ; Mewafy et al., 2013 ; Atekwana and Atekwana, 2010 ; Abdel Aal et al., 2006, 2004].
POTENTIEL DU SUIVI DE L’ISOTOPIE DU CO2 COMME OUTIL DE MONITORING
Aujourd’hui, la biodégradation est contrôlée par le suivi de la décroissance de la concentration en polluant. Cependant, la diminution de la concentration d’une espèce dans le sol peut être due à plusieurs causes : la dilution, la volatilisation, l’absorption ou la biodégradation. Il n’y a que cette dernière qui conduit à une réduction durable de la quantité de pollution [Richnow et al., 2002]. L’analyse de la composition isotopique de chaque polluant organique (Compound-Specific Isotope Analysis CSIA) représente une méthode novatrice pour obtenir des indications supplémentaires et tangibles sur des processus de dégradation in situ. Les composés organiques ont généralement des compositions isotopiques en carbone (δ13C) et hydrogène (δ2D) caractéristiques de leurs sources d’émission. Il a été montré que les BTEX [Dempster et al., 1997] et les solvants chlorés [Beneteau et al., 1999] de différentes origines pouvaient être discriminés sur la base de leurs δ13C. L’analyse isotopique s’avère être également un outil d’identification et de quantification des processus de la biodégradation. En effet, les microorganismes dégradent préférentiellement les molécules les plus légères d’un même composé au détriment des fractions lourdes. Les fractions résiduelles s’enrichissent donc progressivement en fractions lourdes, c’est-à-dire les molécules possédant les isotopes les plus lourds. Les études de fractionnement isotopique concernent essentiellement les couples 13C/12C, 18O/16O de l’eau, des composés hydrocarbonés et des produits de dégradation (métabolites, CH4, CO, CO2, etc.). Ce fractionnement isotopique a été clairement démontré par de nombreux auteurs [Morasch et al., 2011 ; Elsner, 2010 ; Meckenstock et al., 2004 ; Numata et al., 2002 ; Hunkeler et al., 2001, 1999 ; Bloom et al., 2000 ; Sherwood Lollar et al., 1999]. Le fractionnement isotopique a été observé en conditions aérobies et anaérobies. Dans le cas des processus de dilution ou d’absorption, le fractionnement n’est pas significatif [Richnow et al., 2002].
La plupart des articles publiés à ce jour concernent l’étude des polluants résiduels dans les eaux. Cependant, certaines études traitent des analyses sur les gaz émis pendant la biodégradation, ce qui permettrait de s’affranchir de puits de prélèvement [Bugna et al., 2004 ; Hall et al., 1999; Jackson and Pardue, 1999 ; Aggarwal et al., 1997 ; Aggarwal and Hinchee, 1991].
POLARISATION PROVOQUÉE
La polarisation provoquée est une méthode géophysique qui s’intéresse aux mécanismes de polarisation basse-fréquence dans les matériaux terrestres associés au stockage réversible de charges électriques [Revil et al., 2012]. Le termes de « Polarisation Provoquée » (PP) en français est la traduction de « Induced Polarization » (IP) utilisé en anglais. L’expression « Polarisation Induite » peut aussi être trouvée. Lorsque la méthode est utilisée dans le domaine fréquentiel, elle est appelée « Polarisation Induite Spectrale » ou « Spectral Induced Polarization » (SIP). Cela correspond à la méthode de « Résistivité Complexe » qui est retrouvée en électrochimie sous le nom de « Spectroscopie d’Impédance Electrochimique (SIE) » [Barsoukov and Macdonald, 2005].
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Table des matières
Glossaire
A. Géophysique
B. Géochimie
C. Microbiologie
D. Sites et sols pollués
E. Autres
I. Introduction
A. La problématique des sols pollués et leur dépollution
1. Réhabilitation des sols et des eaux souterraines : la réglementation et le marché français de la dépollution
2. Les techniques de dépollution
B. Besoin de nouvelles techniques de surveillance in situ
C. Le projet BIOPHY
D. Structure du manuscrit
Partie 1 : Etat de l’Art
II. Biodégradation
A. Contexte
1. Les hydrocarbures pétroliers
2. Distribution des microorganismes dans le sol
B. Les bactéries
1. Structure
2. Biofilms
3. Métabolismes et biodégradation
C. Techniques de monitoring
1. Utilisation de puits de surveillance
2. Utilisation des méthodes électriques en géophysique environnementale
3. Potentiel du suivi de l’isotopie du CO2 comme outil de monitoring
III. Polarisation provoquée
A. Historique
B. Rappels sur les mesures de résistivité électrique
1. Définitions
2. Dépendance de la résistivité électrique à certains paramètres
3. Dispositifs de mesure
4. Concept d’inversion
C. Polarisation provoquée
1. Concept de polarisation et de déplacement diélectrique
2. La double couche électrique
3. Mécanismes de la polarisation dans un milieu poreux
4. Techniques de mesure et paramètres de la polarisation provoquée
5. Distribution des charges électriques en présence de bactéries
D. Utilisation de la PP pour l’étude de la biodégradation
1. La PP appliquée à la détection de contaminants organiques et au suivi de l’activité bactérienne
2. Dispositifs de mesure PP utilisés sur le terrain
3. Dispositifs de mesure en laboratoire
E. Conclusion
IV. Analyse du CO2 : Flux et Isotopie du carbone
A. Emissions de CO2 et variations de l’isotopie du carbone
B. Mesure des émissions de CO2 et du rapport isotopique du carbone par spectroscopie Infrarouge
1. Principe de la spectroscopie Infra-Rouge (IR)
2. Isotopie du carbone : IRIS (Isotope Ratio Infrared Spectrometry) vs IRMS (Isotope Ratio Mass Spectrometry)
C. Utilisation de l’isotopie du carbone pour le suivi de la biodégradation
1. Analyse des polluants résiduels
2. Analyse du CO2
3. Conclusion
Partie 2 : Matériel et méthodes
V. Matériel et méthodes – Expériences en colonnes
A. Vue d’ensemble du montage expérimental
1. Structure et dimensionnement des colonnes
2. Système de circulation des fluides
3. Détermination de la porosité
4. Les bactéries et leur milieu de culture
5. Potentiel zêta des bactéries
B. Mesure de la résistivité complexe
1. Appareils de mesure
2. Electrodes de potentiel
3. Détermination des facteurs géométriques
4. Détermination du facteur de formation
5. Calculs d’erreur
C. Analyse du CO2 par spectroscopie laser Infra Rouge
1. Le SPectromètre Infra-Rouge In situ Troposphérique (SPIRIT, du LPC2E)
2. Méthode des ajouts dosés
3. Calcul de la concentration en CO2 de la colonne
4. Détermination du rapport isotopique – Méthode du Keeling plot
5. Analyses isotopiques complémentaires
D. Analyses géochimiques et microbiologiques
1. Dosage du toluène
2. Dosage de l’alcalinité
3. Comptages bactériens
4. Mesure des paramètres physico-chimiques
E. Expériences
1. Stérilisation et remplissage des colonnes
2. Ensemencement des bactéries
3. Calendrier des expériences
VI. Matériel et méthodes – Application sur site pilote
A. Présentation du site pilote
1. Historique connu du site (établi par SERPOL en mai 2012)
2. Caractérisation hydrogéologique du site (d’après les données du projet ATTENA, Brgm et Ademe, 2012)
3. Diagnostic chimique préliminaire
4. Analyses microbiologiques
5. Campagne géophysique préliminaire
6. Analyses de gaz préliminaires
7. Stratégie de traitement
B. Monitoring de la biodépollution
1. Suivi électrique
2. SPIRIT
3. Suivi physico-chimique en forages
4. Suivi microbiologique
Partie 3 : Résultats
VII. Résultats – Expériences en colonnes
A. Validation du dispositif de mesures électriques
1. Mesures sur un circuit R(RC)
2. Mesures sur de l’eau salée
3. Mesures sur du sable saturé
B. Validation des mesures du SPIRIT
1. Mesures sur bouteilles d’air standard
2. Comparaison SPIRIT et GC-IRMS (Gas Bench)
C. Résultats expérimentaux
1. Evolution de la population bactérienne
2. Potentiel zêta des bactéries
3. Evolution de la teneur en toluène
4. Analyse du Carbone
5. Mesures électriques
D. Conclusion
VIII. Résultats– Application sur site pilote
A. Résultats de la campagne préliminaire
1. Géophysique
2. Analyses du CO2
3. Conclusion
B. Début du suivi de la biodégradation
1. Géophysique
2. Analyses du CO2
D. Conclusion
IX. Conclusion générale et perspectives
Références
Annexes
Annexe 1 : Chimie de surface, échange ionique et double couche électrique
A. Importance des processus de surface
B. Nature de la surface des oxydes
C. Point de charge nulle
D. Double couche électrique
E. Echange d’ions
F. Le cas des bactéries
G. Potentiel zêta des bactéries
Annexe 2 : Modélisation de la réponse PP d’un milieu granulaire
A. Modélisation phénoménologique de la réponse PP d’un milieu granulaire : Le modèle de type Cole-Cole généralisé
B. Modèles mécanistiques de la réponse PP d’un mélange sable et argiles : de Waxman et Smits (1968) à Révil et al. (2013)
C. Modèles mécanistiques de la réponse PP d’un milieu granulaire partiellement saturé en huile : de Vinegar et Waxman (1984)
à Schmutz et al. (2010)
Annexe 3 : Revue bibliographique des mesures électriques sur colonnes pour l’étude de l’activité bactérienne
A. Résumés et principaux résultats
B. Matériel
C. Conditions géochimiques et biologiques
D. Mesures réalisées
Annexe 4 : Sable de Fontainebleau (Sibelco, France)
Annexe 5 : milieu de culture des bactéries
Annexe 6 : Protocole d’utilisation du GDP 32II (24 bits) pour les mesures de laboratoire BIOPHY
A. Description du GDP-32II et de ses accessoires
1. GDP 32II
2. LDT-10
3. ISO-1B
B. Démarrer l’appareil
C. Calibration
D. Mesures
E. Sauvegarde des données
F. Transfert des données sur le PC
Annexe 7 : Electrodes de potentiel Cu/CuSO4
A. Fabrication de deux types d’électrodes Cu/CuSO4
1. Electrode type tube
2. Electrode type cône
B. Test de stabilité des électrodes : mesure de différence de potentiel (ddp)
C. Test des électrodes sur colonnes d’eau : mesures PP
1. Comparaison des deux types d’électrodes
2. Influence de la position des électrodes sur la colonne
3. Comparaison des appareils de mesure
4. Evolution dans le temps
D. Test des électrodes sur colonnes de sable saturé : mesures PP
1. Comparaison des types d’électrodes
2. Influence de la position des électrodes sur la colonne
3. Evolution dans le temps
E. amplitude de la résistivité complexe
F. Conclusion
Annexe 8 : Dimensions des colonnes BIOPHY comparées au porte échantillon défini par Zimmermann et al. (2010).
Annexe 9 : Profils de diversité des colonnes inoculées par méthode CE-SSCP
A. Description de la méthode
B. Application aux colonnes inoculées BIOPHY C1 et C2 (Mars 2014)
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