Position systématique et exigences des pommiers

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Matériels de capture

Différents pièges ont été utilisés lors de la capture au CEFFEL.

Pièges non sélectifs

Piège Malaise (fig.4 ; photo 2).

Le piège Malaise ou tente malaise, est un piège d’interception. Sa hauteur dépend généralement de la hauteur moyenne des arbres fruitiers sous lesquels on veut piéger les insectes. Il est placé judicieusement dans un couloir aérien. Ce piège dont une extrémité est plus haute que l’autre, est une tente en voile synthétique, et les parois touchent ou pas le sol selon les objectifs. Sous l’auvent est tendu un panneau de toile noir qui, lui, va jusqu’au sol. Au point le plus haut de la tente est encoché le dispositif de récolte. Celui-ci est formé de deux flacons en polyéthylène superposés et reliés par leur bouchon troué. Le flacon supérieur est percé d’un orifice qui le relie à la pointe de l’auvent (petit toit en saillie). Le flacon du bas contient un liquide de conservation (alcool 70°). L’ensemble du dispositif est fixé par des mâts, des tendeurs et des piquets.

Piège lumineux (photo 3)

Il s’agit d’étaler un drap blanc de 2 m de long et de 1,50 m de large à 30 cm du sol. Une lampe à néon a été suspendue sur la partie supérieure du drap. Cependant, les sources lumineuses efficaces, sont celles qui émettent beaucoup d’ultraviolet (Franck, 2008).
Les insectes attirés par la lumière viennent se poser sur le drap et sont prélevés soit manuellement ou à l’aide d’un aspirateur et sont conservés dans un flacon contenant
de l’alcool 70°.

Méthodes d’échantillonnage

Les différents pièges

 Piège Malaise (Fig.6).
Le piège consiste à capturer les insectes rampants et volants, sur et aux alentours du verger. Et surtout, en tenant compte du sens du vent. La muraille centrale intercepte les insectes en vol tandis que la forme inclinée du piège va favoriser la montée instinctive des insectes vers la lumière où il y a le dispositif de récolte contenant de l’alcool 70°. Le piège a été posé le 29 décembre 2014 sur le verger de pommiers ; la collecte a été faite 1 fois par semaine et 3 fois successives. La 1ère a été faite le 05 janvier 2015, la 2ème le 12 janvier 2015, et la 3ème le 19 janvier 2015.
 Piège lumineux(Fig.6).
Ce piège consiste à capturer des insectes crépusculaires ou nocturnes. Les insectes à phototropisme + sont attirés par une source lumineuse, par exemple une lampe à néon suspendue au milieu d’un drap blanc bien tendu servant d’écran. Les insectes qui viennent se poser sur l’écran sont capturés à l’aide d’un aspirateur ou manuellement en utilisant une pince.
Echantillon à identifier entomologique. Le piège fonctionne très bien lorsque la nuit est chaude, et qu’il y avait eu un orage ou de grosses pluies un jour avant son installation. Par contre, il faut éviter le vent violent ainsi que la pleine lune. Cette dernière pourrait interférer l’intensité lumineuse émise par la lampe. Ce piège peut être installé dans toutes les zones écologiques (champs, friches, forêts, etc..). On signale que la capture s’est déroulée de 18h à 24h pour raison de sécurité.
 Piège pitfall ou piège à sol (Fig. 6).
10 gobelets distants de 50 cm chacun ont été mis en place et sont répartis de façon diagonale. Ils sont essentiellement utilisés pour piéger les insectes épigés et mobiles.
 Assiettes jaunes (Fig. 6).
10 assiettes jaunes distants de 50 cm chacun ont été mises en place et sont réparties de façon diagonale. Elles sont utilisées pour piéger les insectes auxiliaires parasitoïdes (hyménoptères et Diptères), et les insectes sauteurs tels que les Orthoptères.
 Piège multilure (Fig. 6).
18 pièges ont été posés et sont répartis de façon diagonale sur les 3 lots (n°1, 2, 3). Donc, 6 pièges par lot, la distance qui sépare les 02 pièges est environ 50m à l’intérieur du champ. Et les pièges ont été suspendus à une hauteur d’environ 1,50m. Toutefois, cela dépend en général de la taille du fruitier.
Chaque piège comporte les informations suivantes : le nom de la localité, nom des attractifs ou appâts protéiques, numéro (n°) de chaque piège, date de la mise en place. Et surtout, sans oublier chaque piège doit contenir un insecticide sous forme d’une carrée rouge dénommé DDPV qui va tuer les échantillons qui se trouvent dedans.

Méthode d’identification

La plupart des insectes ainsi collectés ont été identifiés en se servant des clés d’identifications des ordres suivants : Hyménoptères (Henry Goulet et John T. Huber, 1993), et Diptères (famille d’ASILIDAE : Oldroyd H., 1959), Coléoptères (Jeffrey N. L., 1976 ; Réné Jeannel, 1949 ; Krikken J., et Stibicket, 1984, white Richard E. 1955). Quelques spécimens ont été identifiés en utilisant des collections de références du département d’entomologie du PBZT. Donc, une méthode basée uniquement sur les caractères morphologiques externes des spécimens.

Analyse statistique

Indice de diversité de Shannon et Weaver

Cet indice (H’) permet de mesurer la richesse spécifique. Il est jugé insuffisant dans le sens où il ne permet pas de différencier des peuplements qui comporteraient le même nombre de taxons avec des fréquences relatives très différentes. Par exemple, un peuplement de dix espèces toutes très communes (fréquence relative proche de 10%), ne peut être assimilé à un peuplement où une seule espèce domine à 91% et toutes les autres rares (1% chacune). Le premier peuplement est plus diversifié que le second. La mesure de la diversité exprime l’état de complexité ou entropie de l’arrangement quantitatif mutuel des différentes catégories (taxons) constituant le peuplement. Il permet de comparer des peuplements, en traduisant l’équirépartition ou non, du nombre d’individus par taxon au sein du peuplement. Il s’exprime en « bits » et son maximum dépend de la richesse spécifique S.
On désigne par :
N : la somme des ni (Σni) effectifs des S taxons constituant le peuplement (ou l’échantillon) considéré.
?? : Étant l’effectif de la population de l’ième espèce.
Pi : Abondance relative de l’espèce i d’où ??=???⁄.
S : Effectif total des spécimens.
L’indice de diversité de Shannon H’ s’exprime alors de la façon suivante :
Le niveau des catégories, peut concerner les êtres vivants (espèces, genres, familles, classes de taille,…). Deux possibilités peuvent exister :
 Une diversité élevée si H’< 1, ce qui caractérise un peuplement mûr ou sénile avec une composition spécifique complexe et des abondances faibles. Ceci traduit des conditions favorables et /ou un milieu diversifié. ?′=−Σ??×???₂(??)??=1 ???? ??=????? ?′???= ???2(?).
 Une diversité faible si H’ >1, ce qui caractérise un peuplement jeune, doté d’un haut pouvoir de multiplication (grandes abondances) et dominé par quelques espèces. Ceci traduit des conditions défavorables et/ou un milieu spécialisé.

Indice de l’équirépartition de Blondel

Cet indice (J) permet de connaître, si les effectifs des espèces récoltées, ne sont pas en équilibre entre eux. Les valeurs que prennent ces indices de diversité, dépendent à la fois de la richesse taxonomique S et de la répartition des effectifs (ni), entre les diverses espèces. Des peuplements de physionomie différente, peuvent avoir la même diversité. C’est pourquoi, on calcule une diversité relative J en rapportant la diversité mesurée à la diversité maximale que puisse atteindre le peuplement (équirépartition des effectifs entre les S taxons présents).
L’équitabilité varie entre 0et 1(0 ≤ J ’≤ 1). Une seule espèce présente une équirépartition des effectifs des S’ taxons quand J’≥ 0,8, on considère que le peuplement est équilibré. La valeur de l’équitabilité nous renseigne sur le degré d’équilibre d’un peuplement.
Il existe une grille d’interprétation de la qualité biologique du milieu voir annexe Tableau.18 (Michel Bacchi, 2009 ; Bach 1982).

Indice de dominance de Simpson

cet indice (q) exprime la probabilité d’influence exercée par une espèce sur un peuplement. Il s’exprime de la façon suivante :
Cette probabilité est grande dans le cas où, les taxons dominants sont bien représentés.
Plus q ≥0,2 le peuplement s’avère altéré par la dominance d’un ou plusieurs taxons limitant ainsi l’introduction d’espèces nouvelles dans les niches écologiques, est occupée par ces taxons dominants. ?′=H′?′??? ?=Σ??2??

RESULTATS ET INTERPRETATIONS

LES INSECTES CAPTURES PAR PIEGE

L’effectif des insectes capturés avec ce piège est présenté dans le tableau 5 qui montre une variation en fonction de la date de capture et au sein du groupe d’insectes. En effet, en considérant les dates de captures du 05 janvier 2015, on peut dire que le nombre des individus est très élevé 98/134 soit 73,13% contre 12,69% et 14,18% pour les deux autres dates. En considérant le groupe d’insectes, l’ordre de Diptères est très abondants 67/134 soit 50%, ensuite viennent les ordres des coléoptères et hyménoptères (respectivement 23,13% et 11,9%). Et les restes sont en dessous de 7 %.

Par piège multilure

L’effectif des insectes collectés avec ce piège est présenté dans le Tableau 9. Il montre une variation en fonction des attractifs et au sein des familles de Diptères. En considérant l’attractif BioLure®, il a permis de capturer des Diptères très abondants avec 93,41% des effectifs tandis que la Trimedlure et Méthyl eugénol sont en dessous de 6,58%.
En considérant les familles des Diptères capturées, MUSCIDAE avec 46,71% et DROSOPHILIDAE avec 41,32% sont les plus représentées. Ensuite, suivis par les autres familles de SYRPHIDAE, et de TEPHRITIDAE de la sous-famille des DACINAE et CERATITINAE qui sont en dessous de 11,98%.

Famille de DROSOPHILIDAE (OSU., 2013)

 Caractères distinctifs :
Tête : elle porte une arista plumeuse au niveau de l’antenne (mouche de fruit)
Ailes : il y a une fracture au niveau de la nervure costale, Gen. Drosophila sp.

Famille de SYRPHIDAE (Bradescu V., 1991)

 Caractères généraux :
Tête : elle est hémisphérique et large. Parfois, plus large que le thorax. Elle porte des mandibules ou des crochets buccaux vestigiaux parallèles ou manquants chez les espèces aquatiques. Antennes : elles possèdent une arista s’insérant sur la face externe du 3ème article.
Ailes : elles sont grandes et possèdent une nervation typique.
 Caractères distinctifs : Episyrphus balteatus De Geer (Bradescu V., 1991.).
Adultes : Ils sont identifiables plus facilement grâce à la présence d’une rayure jaune et noir au niveau de l’abdomen. Ils sont floricoles, c’est-à-dire ils se nourrissent de pollen et de nectar pour la maturation des gonades des femelles et des mâles adultes (Lyon, 1965; Bugg, 1992).
La femelle ressemble à des guêpes ou à des abeilles. Par contre, elle ne pique pas. On peut la qualifiée mouches à fleurs car elle se trouve souvent sur des fleurs et participe activement à la pollinisation de nombreuses espèces végétales (Nishida et al., 2002; Gutierrez et al., 2005).
Les femelles Episyrphus balteatus sont des prédateurs des pucerons de pommier comme les pucerons verts non migrants Aphis pomi (Carroll et Hoyt, 1984b; Hagley et Allen, 1990; Sadeghi et Gilbert, 2000b). Mais, elles évitent de pondre dans les colonies de pucerons déjà parasitées ou oeufs con-spécifiques (Scholz et Poehling, 2000) ; pucerons momifiés (Meyhöfer et Klug, 2002; Pineda et al., 2007; Almohamad et al., 2008) par d’autres prédateurs (Miñarro et al., 2005; Alhmedi et al., 2007; Putra et al., 2009). Ce comportement lui permet notamment d’éviter les phénomènes de cannibalisme et la compétition entre deux prédateurs c’est la prédation intra-guilde (Branquart et al., 1997; Hindayana, 2001; Dixon et al., 2005; Gilbert, 2005).
Larves : à ce stade, elles sont très efficaces et sont prédatrices d’insectes, entre autres, les pucerons. Elles sont abondantes dans de nombreux agro écosystèmes (Gilbert, 1986, 2005; Ståhls et al., 2003; Gutierrez et al., 2005 ; Lucas, 2005; Fréchette et al., 2006).

Point de vue bibliographique : Bactrocera invadens et Bactrocera dorsalis

Ce sont des mouches de fruits de la famille des TEPHRITIDAE qui causent des dégâts immenses à la production de fruits et limitant ainsi les exportations dans de nombreux pays (Aluja et Mangan, 2008). Elles comptent environ 4000 espèces, réparties sur toute la surface du globe, environ 38% de ces espèces se développent dans les fruits de leur hôte (Pascal Rousse, 2008). Nombreuses espèces de cette famille, attaquent les fruits et légumes dans les régions tropicales et subtropicales (White et Elson-Harris, 1992). Auparavant, les idées diverses concernant les espèces Bactrocera invadens et Bactrocera dorsalis à cause de leurs différences du point de vue morphologie. Elles étaient considérées comme deux espèces différentes (Drew R.A.I et al., 2005) à cause de la coloration du scutum. B.invadens présente une couleur orange, marron sombre, et principalement avec un lancéolé marron sombre ou des marquages noirs. De plus, la post-suturale vitas de cette mouche de fruit envahisseur, est plus étroite que B. dorsalis, et l’aedagus de B.invadens est plus long que B. dorsalis. Ces subtils caractères morphologiques, montrent qu’il y a une petite évidence de les séparer fonctionnellement. Selon les études de Drew RAY et Tsuruta en 2005, ils pensent que B. invadens et B. dorsalis sont deux espèces différentes et ils arrivent même à le démontrer au niveau moléculaire. La recherche effectuée par Khamis et al., en 2012, consiste à examiner les morphométries et les codes-barres d’ADN pour démontrer que B. invadens est plus étroitement liée à B. dorsalis que les autres espèces Bactrocera.
Par rapport à ces découvertes, Drew R.A.I et Hancock en 1994 ont redéfini que B. dorsalis complexe est comme l’un de 20 complexes d’espèces dans le sous-genre Bactrocera (Bactrocera). Actuellement, l’espèce Bactrocera dorsalis complexe contient 75 espèces décrites (Clarke et al., 2005). Les autres membres B. dorsalis complexe sont aussi considérés comme des espèces séparées. Mais une récente découverte sur l’information moléculaire, a révélé qu’il y avait peu ou pas de limite tangible entre quelques-unes des espèces représentées dans ce complexe. Tan et al., en 2010, ont montré qu’il n’y a pas de différence de phénylpropanoïde métabolites (phéromones sexuelle) entre B. invadens et B. dorsalis mâles. Cette hypothèse a été vérifiée par une analyse chimio écologique en laboratoire de la phéromone phénylpropanoïde volatile qui se trouve dans le rectal mâle de B. invadens. Comme conclusion, B.invadens mâles ont un taux de phéromone phénylpropanoïde élevée et ont accumulé deux métabolites : 2-allyl-4,5-dimethoxyphenol (DMP) et (E)-coniferyl alcool (E-CF), et qui sont similaires à celles qui se trouvent chez Bactrocera dorsalis. De plus, presque à une quantité égale dans le sac rectal. Donc, sur la base de cette trouvaille, ces deux espèces d’insectes ravageurs sont biologiquement identiques.

Table des matières

I. INTRODUCTION
II. ZONE D’ETUDE : CEFFEL
II.1. CHOIX, ACTIVITES ET SITUATION GEOGRAPHIQUE DU SITE
a) Le choix du site
b) Ses activités
c) Sa situation géographique
II.2. DONNEES CLIMATOLOGIQUES
II.3. CARACTERISTIQUES DES VERGERS
III. MATERIELS ET METHODES
III.1. MATERIELS
III.1.1. Matériels biologiques : les Pommiers
III.1.1.1. Position systématique et exigences des pommiers
III.1.1.2. Quelques variétés de pommes produites
III.1.1.3. Quelques maladies du pommier
III.1.1.4. Principaux insectes ennemis du pommier
III.1.2. Matériels de capture
III.1.2.1. Pièges non sélectifs
a) Piège malaise
b) Piège lumineux
c) Piège pitfall ou piège au sol
d) Assiettes jaunes
III.1.2.1. Piège sélectif
a) Piège multilure
b) Attractifs et appâts protéiques
c) Insecticide
III.1.3. Matériels d’identification
III.2. METHODES
III.2.1. Méthodes d’échantillonnage
III.2.1.1. Les différents pièges
III.2.2. Méthode d’identification
III.2.3. Analyse statistique
III.2.3.1. Indice de diversité de Shannon et Weaver
III.2.3.2. Indice de l’équirépartition Blondel
III.2.3.3. Indice de dominance de Simpson
IV. RESULTATS ET INTERPRETATIONS
IV.1. LES INSECTES CAPTURES PAR PIEGE
IV.1.1. Par piège malaise
IV.1.2. Par piège lumineux
IV.1.3. Par piège pitfall ou piège au sol
IV.1.4. Par assiettes jaunes
IV.1.5. Par piège multilure
IV.2. IDENTIFICATION DES SPECIMENS
IV.2.1. Pour les appâts protéiques -Lure
IV.2.1.1. Famille de MUSCIDAE : Musca domestica
IV.2.1.2. Famille de DROSOPHILIDAE : Drosophila sp
IV.2.1.3. Famille de SYRPHYDAE : Episyrphus balteatus
IV.2.1.4. Famille de TEPHRITIDAE
a) Sous-famille de CERATITIANAE : Ceratitis malgassa(Munro)
IV.2.2. Pour l’attractif méthyl eugénol
IV.2.2.1. Famille de TEPHRITIDAE
a) Sous-famille de DACINAE : Bactrocera dorsalis
b) Point de vue bibliographique de Bactrocera invadens et Bactrocera dorsalis
IV.2.3. Pour les autres pièges
IV.2.3.1. Ordre des HYMENOPTERES
IV.2.3.2. Ordre des COLEOPTERES
IV.2.3.3. Ordre des HEMIPTERES
IV.2.3.4. Ordre des ORTHOPTERES
IV.2.3.5. Ordre des LEPIDOPTERES
IV.2.3.6. Ordre des DYCTIOPTERES
IV.2.3.7. Ordre des DIPTERES
IV.3. DIVERSITE DES ORDRES OU FAMILLES
IV.4. EVALUATION DES SPECIMENS CAPTURES
IV.4.1. La diversité de Shannon et Weaver (1948)
IV.4.2. L’équirépartition de Blondel (1979)
IV.4.3. La Dominance de Simpson (1949)
V. DISCUSSION
V.1. METHODES DE CAPTURE
V.1. CAPTURE ET IDENTIFICATION
V.2. BIODIVERSITE FAIBLE
V.2.1. Les Traitements des insecticides et acaricides (DIMETHALL 400EC ; Dimethoate 400g/L EC)
V.2.2. Les facteurs climatiques
V.2.3. Les cultures intercalaires
IV.3. ABONDANCE DES SPECIMENS
V.3.1. Fluctuation des spécimens capturés dû aux substances chimiques
V.3.2. Influence de la saison des floraisons, le développement des feuilles et fructification durant la capture
VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVE
BIBLIOGRAPHIE

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