PLANTES SUSCEPTIBLES D’ETRE UTILISEES COMME PLANTE DE COUVERTURE

Milieu physique

 Situation géographique : Le fokontany d’Ivory est situé entre 19° 33 et 19° 34’de latitude sud et 46° 25’ et 46° 26’de longitude est, avec une altitude de 900m à 1000m. Il est localisé sur les plateaux de la zone centrale du moyen-ouest de Madagascar, province d’Antananarivo, District de Mandoto, commune rurale de Vinany (Carte 4). Il se trouve à 150km à l’ouest d’Antsirabe, sur la route nationale 34 menant à Morondava. Il couvre une superficie de 10km2 (1000ha).
 Climat : Les données climatiques concernant le fokontany d’Ivory pour l’année 2006-2007 ont été fournies par le projet FOFIFA-URP/SCRID Antsirabe (Annexe 1). La température moyenne annuelle est de 22,9°C. Les températures moyennes mensuelles sont de 19,4°C pour le mois le plus froid (Juin) et 24,8°C pour le mois le plus chaud (Novembre). Le mois de janvier est le mois le plus arrosé avec 436,5 mm de pluies. Les mois de juin, juillet, août et septembre ont une pluviométrie pratiquement nulle. Le fokontany d’Ivory présente une saison humide octobre à mars (figure n°4).
 Morphopédologie : Selon Raunet (1997), la majeure partie du Moyen Ouest est occupée par des pénéplaines herbeuses, d’une superficie considérable, mais quasiment inhabitée, parcourue par les feux de brousse et les troupeaux transhumants. Ces surfaces d’aplanissement fini-tertiaire ont une altitude comprise entre 700 et 1100 mètres. Elles sont découpées en plateaux festonnés par un réseau hydrographique très dense : la rivière de Ihazarimainty au nord et la rivière d’Ihazarifotsy au nord est. Les bas fonds sont généralement encaissés et se terminent en amont en amphithéâtres. Les plateaux présentent des sols ferralitiques rouges, à pH 6, d’une fertilité supérieure à celle des sols comparables des hautes terres. Leur structure est généralement poudreuse correspondant à un « Pseudosable », constitué de particules argilo ferrugineuses très stables. Travaillés, ces sols sont sensibles à l’érosion éolienne qui se manifeste souvent sous forme de lavaka. Ils sont également extrêmement perméables.

Etude de la biomasse

La biomasse est la masse de matériel vivant (appareil végétatif + appareil reproducteur) exprimée par unité de surface (Gorenflot. 1994). L’étude de la biomasse permet de déterminer la production primaire de chaque espèce cible à un moment donné. La biomasse joue un rôle important pour la protection du sol contre les agents érosifs et contribue à la fertilisation du sol par l’intermédiaire de l’humus. La production primaire est la quantité de matière vivante élaborée par l’espèce pendant une unité de temps et pour une surface donnée. La mesure a été effectuée dans une surface de 1m x 1m sur chacun des emplacements de relevé. Les différents individus de l’espèce cible sont coupés au ras du sol à l’intérieur de la parcelle. La première mesure est de les peser aussitôt pour obtenir le poids frais. Ils sont ensuite placés dans un sac en papier et séchés à l’étuve à une température de 60°Cpendant 72 heures. Cette dernière a été effectuée pour avoir le poids sec. Ces mesures ont été réalisées deux fois : pendant la saison de pluie (mois de février et mois de mars) et la saison sèche (début de mois de juin) ce qui permet de suivre la variation de la biomasse au cours du temps

Méthode d’extraction de l’extrait brut

La méthode utilisée est une extraction à froid. La poudre végétale est délayée dans le solvant d’extraction (eau distillée ou éthanol 75 %) suivant le rapport 1/10 soit 1g de poudre dans 10 ml de solvant. Le mélange est soumis à une agitation magnétique durant 3 heures à la température ambiante puis macéré à + 4°C pendant 12 heures. Ensuite, le macérât est filtré sur quatre épaisseurs de gaze, après avoir été agité de nouveau pendant 1 h. Le filtrat obtenu est centrifugé à 16 000 x g pendant 20 min. Le culot est éliminé, alors que le volume du surnageant est réduit selon le rapport 1/1 (1 ml pour 1 g de matériel de départ) par évaporation du solvant d’extraction au moyen d’un évaporateur rotatif. La solution obtenue constitue l’extrait brut.

Mise en évidence des steroïdes, des triterpènes et des stérols insaturés

L’extrait brut est dissous dans 3 ml de chloroforme. Après l’avoir agité, le mélange est filtré puis distribué dans 3 tubes à essai : Le premier tube sert de témoin, les 2 autres tube servent à déterminer les substances par 2 méthodes différentes :
– Soit par le test de LIEBERMANN-BURCHARD: ajout de 2 gouttes d’anhydride acétique et quelques gouttes d’acide sulfurique. Après 1h de temps, la coloration verdâtre traduit la présence des stéroïdes, et l’apparition d’un anneau pourpre indique la présence de triterpènes.
– Soit par le test de SALKOWSKI : Addition de quelques grains d’acide picrique. L’apparition d’un anneau rouge au niveau de l’interface indique la présence de stérols insaturés.

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Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LE SCV
1. Principe de base du SCV
2. Proprietes des plantes de couverture
3. Avantages du SCV
4. Contraintes du SCV
DEUXIEME PARTIE : PRESENTATION DU MILIEU D’ETUDE
1. Caractéristiques des sites d’études
1.1. Commune rurale d’ANDRANOMANELATRA
1.1.1. Milieu physique
1.1. 2. Milieu biotique
1.2. Fokontany d’ANTSAMPANIMAHAZO
1.2.1. Milieu physique
1.2.2. Milieu biotique
1. 3. Fokontany d’IVORY (Ankazomiriotra)
1. 3.1. Milieu physique
1. 3.2. Milieu biotique
TROISIEME PARTIE : METHODOLOGIE
1. Etudes préliminaires
2. Enquêtes éthnobotaniques
3. Choix des éspeces
4. Choix des sites de relevés
5. Récolte et identification des échantillons
6. Etudes morphologiques
7. Estimation des affinités biogéographiques
8. Etudes écologiques
8.1. Méthode de relevé
8.2. Etude du profil structural
8.3. Etude de la phénologie
8.4. Etude de la biomasse
9. Etude de la regeneration
9.1. Régénération naturelle
9.2. Régénération expérimentale des espèces
10. Etude du profil cultural
11. Etudes biochimiques
11.1. Préparation et conservation du matériel végétal
11.2. Méthode d’extraction de l’extrait brut
11.3. Etude des effets de ces extraits sur la souris
11.4. Méthodes de détection des familles chimiques
11.4.1. Mise en évidence des alcaloïdes
11.4.2. Mise en évidence des flavonoïdes et des leucoanthocyanes
11.4.3. Mise en évidence des tanins et des polyphénols
11.4.4. Mise en évidence des désoxyoses (test de KELLER-KILLLANI)
11.4.5. Mise en évidence des steroïdes, des triterpènes et des stérols insaturés
11.4.6 Mise en évidence des saponines
11.4.7. Mise en évidence des polysaccharides
QUATRIEME PARTIE : RESULTATS ET INTERPRETATIONS
1. Résultat des enquêtes
2. Caractérisation des éspeces cibles
2.1. Hypoestes serpens R.Br
2.2. Asystasia coromandeliana Nees
2.3. Panicum perrieri A.Camus
2.4. Digitaria sp
2.5. Paspalum scrobiculatum Linn
2.6. Panicum luridium Hack
2.7. Cynodon dactylon Linn
2.8. Indigofera tinctoria L
2.9. Indigofera spicata Forssk
2.10. Alysicarpus vaginalis (L.)Dc
2.11. Desmodium ramosissumum G.Don
2.12. Pennisetum polystachion (Linn.) Schult
2.12. Eleusine indica Gaertn
3. REsultats des etudes biochimiques
CINQUIEME PARTIE : DISCUSSION
1. Les sites d’études
2. Déscription et identification des éspeces
3. Régénération
4. Biomasse
5. Profil cultural
6. Fourrage
7. Biochimie
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXE