PHOTOCHIMIOTHERAPIE EXTRA-CORPORELLE

PHOTOCHIMIOTHERAPIE EXTRA-CORPORELLE

Les deux techniques de photochimiothérapie extra-corporelle

Il existe deux techniques permettant de réaliser la PEC: le système en ligne et le système dissocié (15). Il est important de décrire leurs qualités respectives dans la mesure où les produits cellulaires collectés ont des caractéristiques qualitatives et quantitatives différentes.
Dans le système en ligne (IN LINE), le circuit de prélèvement des cellules est couplé directement au circuit d’ajout du psoralène et d’irradiation par les UV. Un même dispositif médical associe les deux fonctions : séparer les cellules et les traiter par UV-A (320 à 400 nm de longueur d’onde). Un seul appareil assure en un système clos le prélèvement, le traitement et la réinjection des cellules selon une procédure automatisée. La société THERAKOS™ a développé le système IN LINE. Le premier système développé était l’appareil UVAR (figure 2), qui a été remplacé en 2000 par L’ UVAR XTS™. Plus récemment est apparu le système CELLEX™ (figure 3), troisième génération de système de PEC développée par THERAKOS™.
Le système en ligne (ou technique dite “américaine”) nécessite l’acquisition d’un ensemble composé de :
– un irradiateur UVAR XTS™ ou CELLEX™ (plus récent) ;
– des kits spécifiques (présentation en boîte de quatre, un kit par procédure) ;
– un jeu de lampes UV, qui permet la réalisation de 200 à 250 procédures ;
– un médicament photosensibilisant, le méthoxalène ou 8-MOP (Uvadex®), solution pour la modification de la fraction sanguine 20 μg/mL (boîte de 12 flacons de 10 mL).
Les modalités d’administration du 8-MOP ont évolué au cours du temps. Initialement (THERAKOS™ UVAR™), le 8-MOP était administré par voie orale sous forme de comprimés de Méladine® à une posologie de 0,6 mg/kg. La cytaphérèse se déroulait alors 2 heures après l’ingestion du 8-MOP. Toutefois, l’absorption digestive du 8-MOP étant variable, cela entraînait une variation de sa concentration dans la suspension cellulaire prélevée et des effets secondaires (nausées et vomissements). Cette technique a donc été abandonnée au profit de l’administration du 8-MOP directement dans la poche de collecte, avant l’irradiation (appareil UVAR XTS ™). En revanche, le procédé de séparation cellulaire n’a pas évolué, la quantité de cellules collectées restant faible, avec une programmation limitant le volume sanguin traité. Un appareil de troisième génération, le THERAKOS™ CELLEX™ a obtenu le marquage CE en avril 2008. Cet appareil utilise la technologie de prélèvement en flux continu, qui permet de limiter le volume extracorporel et de réduire le temps de traitement de chaque patient. Il peut donc être utilisé pour le traitement des enfants (le trop grand volume sanguin extracorporel contre indiquait jusque là l’utilisation de la PEC chez les individus de moins de 20 Kg). Le système THERAKOS™ CELLEX™ présente ainsi les avantages suivant par rapport au système THERAKOS™ UVAR™:
-les durées de traitement sont plus courtes (1 heure et demi par séance versus 3 heures)
-le volume sanguin extracorporel est réduit
-il existe une configuration simple ou double-aiguille (la biponction était nécessaire avec le système THERAKOS™ UVAR™).
Dans le système dissocié (OFF LINE), la séparation des cellules et leur traitement par UV-A sont réalisés par des dispositifs différents. En France, en 2007, 54% des procédures de PEC (soit 59% des patients) ont été réalisées avec le système dissocié (16). Les cellules sont prélevées en utilisant des séparateurs polyvalents, largement utilisés pour les collectes en vue de thérapie cellulaire. Les trois étapes (collecte, traitement et réinjection des cellules) sont dissociées, ce qui rend la procédure plus complexe. L’hémaphérèse à flux continu est effectuée sur un séparateur de cellules Cobe Spectra® qui permet l’extraction d’une quantité importante de cellules mononucléées avec une contamination minimale en globules rouges. Ensuite, la poche contenant la suspension cellulaire est placée dans l’appareil d’irradiation UV-A Vilbert-Lourmat® et le temps d’irradiation est calculé automatiquement par l’appareil pour délivrer la dose demandée (2 J/cm2). Les cellules traitées sont ensuite réinjectées au patient en 30 minutes.

Substratum physiopathologique

Les mécanismes d’action responsables des effets de la PEC sont encore peu connus (2). Le substrat physiopathologique suivant est avancé: la PEC induirait l’apoptose des leucocytes traités. Ces leucocytes évoluent vers une mort par apoptose et leurs antigènes sont captés par les cellules présentatrices d’antigènes. Les cellules présentatrices d’antigènes peuvent alors induire une tolérance et favoriser le développement de lymphocytes T régulateurs ou bien induire une réponse cytotoxique. Il n’existe pas à l’heure actuelle de marqueurs permettant de déterminer à l’avance la réponse à la PEC. Le psoralène est une molécule chimique photosensibilisante qui s’intercale dans l’ADN en se liant aux bases thymidines (6). Après photo-activation, le psoralène se lie de façon covalente (linking et cross-linking) à deux bases thymidines. La conséquence directe des liaisons covalentes à l’ADN est l’entrée en apoptose des cellules. La figure 8 résume ce processus. Ce phénomène s’observe surtout au niveau des lymphocytes T, tandis que les monocytes semblent peu affectés (18). Le processus d’apoptose est lent car les premières cellules apoptotiques n’apparaissent qu’après 6 heures de traitement. En moyenne, la moitié des lymphocytes sont apoptotiques au bout de 24 heures. Ainsi, la séance de PEC durant environ 2 heures, la plupart des lymphocytes T ne sont pas encore apoptotiques lorsqu’ils sont réinjectés au patient.
Le principe actif de la PEC est donc un produit cellulaire constitué de cellules vivantes mononucléées autologues qui ont entamé le processus d’apoptose. La déplétion en cellules pathogènes due directement à la procédure n’est pas responsable de l’efficacité de la PEC car le contingent circulant de lymphocytes pathogènes représente moins de 10% de l’ensemble de cette population qui est majoritairement localisée dans les tissus (2).

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-Plan 
-Introduction 
-Matériels et méthodes 
-Résultats 
-Discussion 
-Conclusion 
-Références bibliographiques

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