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La classe des Entomostracés
Les représentants de la classe des Entomostracés sont tous de petite taille et n’ayant qu’un petit nombre de caractères communs. Et elle est divisée en quatre sous-classes dont :
La sous-classe des Copépodes, qui renferme un très grand nombre de Crustacés de petite taille. Leur corps allongé se termine en fourche. Les antennes servent de rames natatoires et il y a quatre ou cinq paires de pattes thoraciques bifurquées ainsi qu’un abdomen dépourvu d’appendices.
La sous-classe des Ostracodes, qui sont des Crustacés de très faible taille dont le corps est de forme aplatie, enfermé dans une carapace à deux valves qui s’ouvrent et se ferment comme celles des mollusques. Ils n’ont que deux paires d’appendices natatoires, en dehors des cinq paires de la tête.
La sous-classe des Cirripèdes, qui possèdent un corps couvert de chitine, et des membres articulés.
Cette sous-classe comprend deux genres principaux :
• les Anatifes (Lepas anatifera) ont un corps enfermé dans un manteau charnu à deux valves et possèdent un long pédoncule pouvant atteindre 30 cm. Ils ont six paires de membres thoraciques qui bifurquent chacun en formant deux longs fouets multiarticulés, couverts de soies, et appelés les cirres.
• les Balanes, qui elles ne présentent pas de pédoncule; elles se fixent directement sur les rochers par la base de leur corps et possèdent six paires de pattes thoraciques recouverts de cirres également.
La sous-classe des Branchiopodes, dont le nombre de pattes varie de quatre à quarante paires; celles-ci sont élargies en lamelles minces, qui servent toutes à la natation et à la respiration.
Les pathogènes des crustacés dans le monde
Pathogènes viraux dans le monde
IHHNV: Infectious Hypodermal and Haematopoietic Necrosis Virus
Généralités
IHHNV est une maladie qui affecte les crevettes Penaeidae et provoque une mortalité massive.[9]
Etiologie
C’est un virus de la classe des Picornavirus, à ADN simple brin de 4,1kb, icosaédrique, non enveloppé et de diamètre 22nm.
Mode de transmission :
Transmission verticale et horizontale avec possibilité de porteur sain qui peut transmettre le virus.
Signes cliniques :
La diminution de l’appétit, le cannibalisme, et une augmentation de la mortalité.
Taches blanches ou de couleur beige clair dans l’épiderme cuticulaire. D’où l’aspect moucheté des crevettes infectées. Déformation du rostre ou du dernier segment abdominal chez les survivants d’épisodes infectieux.
Diagnostic histologique :
Corps d’inclusion intranucléaire fortement éosinophiles dans les noyaux hypertrophiés à chromatine marginée provenant des tissus ectodermiques et mésodermique. Les cellules touchées peuvent présenter un cytoplasme fort ement vacuolé.
TSV : Taura Syndrome Virus
Etiologie
Le virus du syndrome de Taura est un virus de la famille des Discoviridae. C’est un virus ARN non enveloppé icosaédrique avec un génome de 10,2Kb. Son diamètre est de 31-32nm.
Les espèces hôtes :
Macrobrachium rosenbergii, Penaeus monodon, Scylla serrata, Marsupenaeus japonicus, Macrobrachium lanchesterii, Liptopenaeus setiferus.
Mode de transmission :
Le cannibalisme entre les crustacés, la contamination de l’eau par le virus et les équipements d’élevage peuvent également jouer le rôle de vecteur passif. Les transmissions des reproducteurs à leur progéniture sont fortement suspectées mais n’ont pas été confirmées expérimentalement.
Vecteurs potentiels :
Les oiseaux sont un vecteur mécanique important pour la transmission du virus. Il a été démontré qu’il reste infectieux pendant jusqu’à 48 heures après l’ingestion par les oiseaux de crevettes infectées de TSV, les insectes aquatiques: Trichocorixareticulata [Corixidae], et les carcasses de crevettes infectées.
Signes cliniques :
Les crevettes atteintes en zone d’élevage présentent une diminution de l’appétit et un retard de croissance. On note également un comportement natatoire anormal.
Les crevettes présentent une cuticule molle, une opacification de la musculature de la queue et avec une carapace présentant de nombreuses taches foncées de forme irrégulière.
Diagnostic histologique :
TSV infecte l’épithélium cutané (ou hypoderme) de l’exosquelette, de l’intestin, des branchies et des appendices, et souvent les tissus conjonctifs, les tissus hématopoïétiques, l’organe lymphoïde (OL) et la glande antennaire.
On remarque des lésions mélanisées de la cuticule qui peuvent ressembler à des lésions d’une maladie bactérienne de la carapace. Et dans la phase chronique, d’importants sphéroïdes dans l’organe lymphoïde.
YHV : Yellow Head Virus Génotype 1
Etiologie :
Le virus de la tête jaune génotype 1 est un virus cytoplasmique à ARN simple brin, en bâtonnet, enveloppé, classé dans la famille des Rinoviridae, ordre des Nidovirales, et genre Okavirus. Il a 15 nm de diamètre et contenant 22 kb d’acide nucléique.[10]
Espèces hôtes :
L’espèce la plus atteinte est la Penaeus monodon. D’autre espèce peuvent également être atteinte : Penaeus merguiensis, Palaemon styliferus et Metapenaeusensis, des P. merguiensis, Palaemon styliferus, Euphausia, et le krill (Acetes spp.)
Au stade juvénile : Penaeus vannamei, Penaeus stylirostris, Penaeus setiferus, Penaeus aztecus et Penaeus duorarum (stades post-larvaires résistantes).
Signes cliniques :
Une forte consommation d’aliment au tout début de la maladie, suivie d’un arrêt brutal de l’alimentation sont constatés.
La coloration jaunâtre de la région du céphalothorax est accompagnée d’une consistance molle de cette région.
Diagnostic histologique :
L’examen histo-pathologique des sections colorées à l’hématoxyline montre une importante inclusion cytoplasmique basophile dans les tissus ectodermiques et mésodermiques. Surtout au niveau des tissus sous-cuticulaires de l’estomac, du céphalothorax et des branchies.
IMNV : Infectious Myonecrosis Virus
Etiologie :
L’IMNV appartient à la famille des Totiviridae. Les particules d’IMNV ont une forme icosaédrique de 40 nm de diamètre, avec une densité de 1,366 g ml -1 dans le Chlorure de césium.
Espèces hôtes
Les principales espèces hôte s de l’IMNV sont ; Penaeus vannamei, P. stylirostris et les crevettes tigrées noires P. monodon
Signes cliniques et Diagnostic histologique :
Les crevettes affectées par la phase aiguë de la maladie de l’IMN présentent une focalisation sur de vastes zones nécrotiques blanches dans les régions striées (Squelettique), en particulier dans les segments abdominaux distaux, les uropodes et le telson, qui peuvent devenir nécrotiques.
Les crevettes deviennent moribondes et la mortalité peut être instantanément élevée et se poursuivre pendant plusieurs jours.
L’exposition des organes lymphoïdes appariés (OL) par simple dissection montre qu’ils sont hypertrophiés jusqu’à 3-4 fois leur taille normale.
WSSV : White Spot Syndrome Virus
Etiologie
Le virus des points blancs ou du syndrome des points blancs est un virus à ADN circulaire à double brin (Chou et al., 1995; Wang et al., 1995; Wongteerasupaya et al., 1995 ; Durand et al., 1997), enveloppé, bacilliforme. Ce virus est classé dans la famille des Nimaviridae, genre Whispovirus (Fauquet et al. 2005). Il présente un appendice filamenteux unique. Sa localisation cellulaire est nucléaire, et le génome est de taille importante, atteignant environ 305 kb (Van Hulten et al. 2002). [10]
Les hôtes
Le WSSV possède un grand nombre d’hôtes, principalement appartenant aux Arthropodes et comprenant la plupart des crevettes marines et d’eau douce, les crabes, les langoustes et les écrevisses.
Il a été également détecté dans des larves d’insectes de la famille Ephydridae (Lo et al., 1996) et des vers (Phylum Annelida) en particulier les polychètes (Vijayan et al., 2005).
Vecteurs
Les rotifères, les bivalves, les vers polychètes et les hôtes de crustacés non décapodes, y compris Artemia salina et copépodes, les arthropodes aquatiques non crustacés et les larves d’insectes. Tout animal en contact avec l’eau du bassin ou en contact avec des hôtes infectés peut agir comme un vecteur pour le WSSV.
Mode de transmission
Les transmissions peuvent être verticales (Trans -ovules ou sperme), ou horizontales (cannibalisme, prédation, particules virales libres dans l’eau, etc.).
Signes cliniques
Les signes cliniques de la maladie chez les crevettes de la famille des Penaeidae sont:
l’anorexie, la léthargie, une coloration de rose à marron de la carapace et surtout la présence de points blancs de 0,5 à 2 mm de diamètre sur la cuticule au niveau du céphalothorax et entre les segments abdominaux (Wang et al., 1995; Ligthner 1996; Durand et al., 1997; Sahul Hameed et al., 1998).
Cependant, les facteurs de stress environnementaux tels que la haute alcalinité ou les maladies bactériennes peuvent également causer des taches blanches sur la carapace de la crevette, et les crevettes moribondes avec WSSV en phase aigüe de l’infection peuvent en fait avoir peu ou pas de taches blanches.
La transmission peut provenir d’animaux apparemment sains en l’absence de maladie. Les animaux morts et moribonds peuvent être une source de transmission de la maladie
Stabilité du WSSV
L’agent est inactivé à 50°c pendant 120 mn et 60°C en 1 minute.
La WSSV est viable pour au moins 30 jours à 30ºC dans l’eau de mer dans des conditions de laboratoire, et viable dans les étangs ou bassins pendant au moins 3 à 4 jours.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE :RAPPELS
I.Présentation des espèces à étudier
II.Caractères morphologiques des crustacés
III. Pathogènes des crustacés dans le monde
III.1.Pathogènes viraux dans le monde
III.2.Pathogènes parasitaires dans le monde
III.3.Pathogènes fongiques dans le monde
III.4.Pathogènes bactériens dans le monde
IV.Pathogènes des crustacés à Madagascar
IV.1.Pathogènes viraux à Madagascar
IV.2. Pathogènes bactériens à Madagascar
IV.3.Pathogènes parasitaires à Madagascar
DEUXIEME PARTIE : METHODES ET RESULTATS
I. METHODES
I.1Cadre de l’étude :
I.2.Type d’étude :
I.3.Période étudiée et durée de l’étude
I.4.Population d’étude
I.5.Critères d’inclusion
I.6.Critères d’exclusion
I.7.Critères de non inclusion
I.8.Limite de l’étude
I.9.Analyse histologique
I.9.1.Définition et Objectifs
I.9.2.Technique histologique
I.9.3.Prélèvement des échantillons
I.9.4.Fixation et immersion
I.9.5.Dissection et mise en cassette
I.9.6.Paraffination
I.9.7.Mise en bloc
I.9.8.Coupe et montage sur lame
I.9.9.Coloration et montage sur lamelle
I.9.10.Observation microscopique :
I.10.Biologie moléculaire
I.10.1.Définition et objectifs
I.10.2.Techniques
I.10.3.Etapes d’analyse PCR
I.11.Méthodes et les mesures de biosécurité dans la ferme Aqualma
I.11.1.Pratique de la maîtrise sanitaire des animaux et des aliments ainsi que des autres intrants:
I.11.2.Mesures de biosécurité concernant l’eau
I.11.3.Outils de contrôle utilisés dans la ferme
I.12.Modes de collecte des données :
I.13.Traitement et analyse des données :
I.14.Considérations éthiques :
II. RESULTATS
II.1.Résultats d’analyse effectués sur les crustacés
II.1.1.Résultat des tests de biologie moléculaire des crustacés
II.1.2.Résultats de l’analyse histologique des crustacés (Annexe 5)
II.2.Populations étudiées
II.3.Description des échantillons
II.4.Résultats de l’identification des espèces de crustacés dans la baie
II.5.Résultats concernant le statut sanitaire des espèces de crustacés
II.6.Résultats de l’évaluation des mesures de biosécurité :
TROISIEME PARTIE : DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
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