Parasites gastro-intestinaux recherchés par coproscopie

Parasites gastro-intestinaux recherchés par coproscopie

 Les protozoaires digestifs

Présentation et espèces cibles

Les coccidies sont des protozoaires appartenant à l’embranchement des Apicomplexa et à la famille des Eimeriidés. Plus de 1500 espèces ont été décrites au sein du genre Eimeria. Ce sont des organismes unicellulaires, eucaryotes, à développement hétérotrophe, dont les éléments de dissémination sont les ookystes, qui nous intéressent ici. Ce genre Eimeria est un agent de coccidiose intestinale chez les ruminants. Il regroupe plus de 20 espèces décrites chez les bovins, dont les plus pathogènes sont Eimeria bovis et Eimeria zuernii. Chez les petits ruminants, les plus pathogènes sont Eimeria ovinoïdalis et Eimeria crandalis (ovins), Eimeria arloingi et Eimeria ninakohlyakimovae (caprins). Les infections plurispécifiques sont de règle chez les ruminants.
Cryptosporidium parvum et C. andersoni appartiennent à la famille des Cryptosporidiidés. Pour C. parvum, à la différence de C. andersoni, les individus sensibles sont les jeunes animaux dans les premiers jours de vie, et la mortalité est assez élevée (10 à 50%). Cryptosporidium parvum est un parasite de l’intestin grêle alors que C. andersoni infecte la caillette des bovins adultes et juvéniles.
Giardia intestinalis est un protozoaire Mastigophora (ou flagellé), appartenant à l’ordre des Diplomonadida, et à la famille des Hexamitidés. Ce protozoaire est commun à de nombreux mammifères, dont l’homme. Les jeunes animaux sont les plus sensibles, mais pas immédiatement après la naissance (animaux de plus d’un mois en général), contrairement à la cryptosporidiose.
La contamination s’effectue lors d’ingestion d’eau, de végétaux ou lors du léchage de matériel, contaminés par des kystes (pour Cryptosporidium) ou par les oocystes (pour Giardia) émis par des animaux malades ou porteurs. Les kystes ou oocystes peuvent survivre dans l’environnement pendant de longues périodes, selon les caractéristiques de l’eau. Ils peuvent résister à divers stress environnementaux, notamment la congélation et l’exposition à l’eau de mer. Les genres Giardia et Cryptosporidium sont des causes fréquentes d’apparition de maladies d’origine hydrique : Giardia est le protozoaire entérique le plus souvent déclaré dans le monde entier (Comité fédéral-provincial-territorial sur l’eau potable (Santé Canada) 2012). La caractérisation moléculaire de Giardia a démontré l’existence d’assemblages génétiquement distincts et non distinguables morphologiquement.
Les assemblages A et B infectent les humains et d’autres mammifères, tandis que les autres assemblages, soient C, D, E, F et G n’ont pas encore été isolés chez des humains, et semblent avoir un spectre d’hôte limité (Comité fédéral-provincial-territorial sur l’eau potable (Santé Canada) 2012).

Cycle évolutif 

Les coccidies

Le cycle est monoxène. Les ookystes sporulés présents sur le sol sont avalés par un ruminant, et leur paroi est digérée dans l’intestin grêle (dans la portion jéjuno-iléale) ou au niveau du cæcum ou du côlon, libérant ainsi les 4 sporocystes contenant chacun 2 sporozoïtes. Ceux-ci pénètrent dans des cellules épithéliales de l’hôte, où ils se multiplient et donnent des schizozoïtes, formes de la multiplication asexuée très intense (ou phase de schizogonie), qui envahissent de nouveaux entérocytes. Les schizozoïtes sont libérés par l’éclatement de la cellule-hôte. Le cycle se poursuit par la pénétration dans des entérocytes sains, généralement dans les portions les plus distales de l’intestin grêle et dans le gros intestin. La phase de gamétogonie, ou reproduction sexuée, débute alors. Les schizozoïtes évoluent en microgamètes et macrogamètes. La pénétration d’un microgamète dans un macrogamète aboutit à la formation d’un ookyste rejeté dans le milieu extérieur avec les fèces, parfois dès le 7ème jour après l’infection. La sporogonie (ou sporulation) s’effectue dans le milieu extérieur et l’ookyste sporulé est l’élément infestant pour l’hôte définitif. Cette sporulation requiert de l’humidité et une température suffisante (20°C), et se réalise en 2 à 3 jours. (Barriga, 1994). La période d’excrétion maximale du parasite survient environ 3 semaines après la contamination initiale.

Cryptosporidium parvum

Le cycle évolutif de ce parasite est monoxène (figure 19). La contamination de l’animal s’effectue par l’ingestion d’ookystes sporulés. Une fois ingérés, ces ookystes libèrent au niveau de l’intestin grêle des sporozoïtes qui pénètrent dans les cellules intestinales, à l’apex de ces dernières, sans entrer dans le cytoplasme. Ils évoluent en mérozoïtes de première génération. La multiplication asexuée a lieu à partir de cette forme. Ils donnent ensuite des mérozoïtes de deuxième génération. Par gamétogonie, les mérozoïtes deviennent des microgamètes et des macrogamètes qui assurent la reproduction sexuée. Il y a formation d’un zygote, puis sporogonie. Deux types d’oocystes sont produits : des oocystes à paroi mince qui commencent un autre cycle d’infection (cycle auto-infectieux) et des oocystes à paroi épaisse qui peuvent alors infecter les autres animaux après leur élimination avec les fèces dans le milieu extérieur.

Giardia intestinalis

Le cycle évolutif de Giardia intestinalis est monoxène (figure 20). Après ingestion des kystes, il y a formation des trophozoïtes qui se fixent dans la partie antérieure de l’intestin grêle. Les formes adultes se multiplient alors par bipartition longitudinale (reproduction asexuée). Les adultes donnent des kystes qui sont éliminés avec les fèces dans le milieu extérieur.

Diagnostic coproscopique

Les coccidies

Les individus les plus sensibles sont les jeunes ruminants, dès 3 semaines d’âge. Une immunité s’installe par la suite et s’accroit avec l’âge. L’identification spécifique s’appuie sur la morphologie des ookystes : dimension (très variable, d’une dizaine de µm à 50 µm de long), forme (rond, sub-sphérique, ovale, ovoïde, ellipsoïde…) couleur, absence ou présence d’un micropyle (ouverture à l’un des pôles). Le noyau de l’ookyste, de couleur grisâtre, est de forme ronde, il emplit plus ou moins l’espace intérieur. La paroi est généralement très mince et lisse pour les espèces infestant les ruminants. Le développement de l’embryon, très rapide, peut entraîner le dédoublement du noyau observé au moment de l’examen coproscopique, même si seulement quelques heures se sont écoulées entre le prélèvement et l’analyse des matières fécales (figure 21). L’identification spécifique est plus favorable lorsque les ookystes sont sporulés (présence ou absence de corps résiduels d’oocyste et de sporocyste, de corps de Stieda) ce qui nécessite une coproculture pendant quelques jours. Des données biologiques peuvent parfois également être utilisées pour différencier certaines espèces.

Cryptosporidium parvum et C. andersoni

Les ookystes sont ovoïdes et très petits (5 µm de diamètre) et renferment 4 sporocystes nus. Ils peuvent parfois être confondus avec les ookystes de C. muris ou de C. muris-like, parasites mineurs et occasionnels de la caillette, provoquant une diarrhée passagère. Les ookystes étant très petits, il est souvent nécessaire de les colorer avant de les examiner (coloration de Ziehl-Neelsen modifiée, figure 22). En cas de doute lors de l’examen coproscopique, il est bon d’effectuer une analyse PCR. Dans ce cas, le prélèvement devra être acheminé au frais, mais non congelé.

Giardia intestinalis

Les kystes sont ovalaires et mesurent 10 µm de diamètre. Ils contiennent 4 noyaux et des résidus de flagelles (figure 23). Ils peuvent être colorés en ajoutant une goutte de Lugol, ce qui facilite leur identification.

Importance économique et médicale des infestations par les trématodes

Les trématodoses sont cosmopolites. La prévalence de ces dernières est mondiale : d’après des examens coprologiques, environ 30% des troupeaux ovins du Nord-Ouest de l’Espagne seraient infectés par Fasciola hepatica, et les analyses immunologiques ont montré une séroprévalence de plus de 56% (Rojo-Vázquez et al., 2012). D.lanceolatum, ou Petite Douve, est présente en Europe, Asie, Amérique du Nord et Afrique du Nord. La prévalence de la Dicrocœliose chez les ruminants a été étudiée par Duchacek et Lamka en 2003 : ils décrivent une prévalence supérieure à 32% en Allemagne au cours de l’année 1975, à 54% en Slovaquie durant la période 1984-1986, 21% en Hongrie en 1993, et entre 27% et 63% dans le Nord de l’Espagne entre 1991 et 1993 (Rojo-Vázquez et al., 2012). En ce qui concerne les Paramphistomoses, au cours des dernières années il y a eu une augmentation du nombre de cas rapportés en Argentine et en Europe, les infestations des troupeaux ovins restant moins fréquentes que chez les bovins (Rojo-Vázquez et al., 2012).
Même si les ruminants sont les espèces cibles principales, d’autres espèces, tels que les porcins ou les équins, sont considérés comme des hôtes secondaires de Fasciola hepatica et Dicrocoelium lanceolatum. L’infection par ces parasites est également considérée comme une zoonose émergente (Mas-Coma, Bargues 2005) Ainsi, par exemple, entre 2,4 et 17 millions de personnes seraient infestées par la Grande Douve dans le monde (figure 24, Ashrafi et al., 2014).

Table des matières

TABLE DES FIGURES
TABLE DES TABLEAUX
INTRODUCTION
PARTIE 1 : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
I. Présentation des parasites gastro-intestinaux recherchés par coproscopie
A. Les trématodes
1. Fasciola hepatica
a) Présentation du parasite et espèces cibles
b) Cycle évolutif
c) Morphologie de l’œuf
2. Calicophoron daubneyi
a) Présentation du parasite et espèces cibles
b) Cycle évolutif
c) Morphologie de l’œuf
3. Dicrocoelium lanceolatum
a) Présentation du parasite et espèces cibles
b) Cycle évolutif
c) Morphologie de l’œuf
B. Les nématodes
1. Présentation des nématodes et espèces cibles
2. Les strongles gastro-intestinaux des ruminant
a. Cycle évolutif
b. Principales espèces
c. Aspect des œufs en coproscopie
3. Les trichures
a. Cycle évolutif
b. Principales espèces
c. Aspect des œufs en coproscopie
4. Strongyloides papillosus
. Cycle évolutif
b. Aspect des œufs en coproscopie
5. Toxocara vitulorum
a. Cycle évolutif
b. Aspect des œufs en coproscopie
C. Les cestodes
1. Présentation des cestodes et espèces cibles
2. Cycle évolutif
3. Morphologie des segments ovigères et des œufs
D. Les protozoaires digestifs
1. Présentation et espèces cibles
2. Cycle évolutif
a. Les coccidies
b. Cryptosporidium parvum
c. Giardia intestinalis
3. Diagnostic coproscopique
a. Les coccidie
b. Cryptosporidium parvum et C. andersoni
c. Giardia intestinalis
II. Importance économique et médicale des infestations par les trématodes
A. La Fasciolose
1. Prévalence d’infestation
2. Signes cliniques
3. Diagnostic
a) Diagnostic expérimental
b) Diagnostic nécropsique
B. Les Paramphistomoses
1. Prévalence d’infestation
2. Signes cliniques
3. Diagnostic
a) Diagnostic expérimental
b) Diagnostic nécropsique
C. La Dicrocœliose
1. Prévalence d’infestation
2. Signes cliniques
3. Diagnostic
a) Diagnostic expérimental
b) Diagnostic nécropsique
D. Contrôle et prévention
1. Lutte thérapeutique
2. Lutte agronomique
E. Importance économique du parasitisme par les trématode
III. Outils de diagnostic coproscopiques
A. Indications de la coprologie chez les ruminants
B. Matériel et prélèvements
1. Matériel
2. Prélèvements
C. Les différentes méthodes coproscopiques quantitatives
1. La concentration par flottation
a) Méthode
b) Les différents liquides utilisés pour la flottation
c) La technique de McMaster
d) Avantages et inconvénients de la flottation
2. La concentration par sédimentation
a) Méthode
b) Avantages et inconvénients de la sédimentation
PARTIE 2 : ETUDE EXPERIMENTALE
I. Introduction
II. Matériel et méthode
1. Les animaux et les prélèvements
a. Origine géographique des animaux
b. Âge et utilisation des animaux prélevés
c. Prélèvements
i. Volume requis et identification des prélèvements
ii. Transport et conservation avant analyse
2. Méthodes de diagnostic coproscopique
a. Méthode de McMaster modifiée utilisant le Polytungstate de Sodium (PTS) comme liquide de flottation
i. Caractéristiques du PTS
ii. Ajustement de la densité de PTS à 1,43g/mL
iii. Application à la méthode de McMaster
iv. Lecture des réseaux et dénombrement des œufs
v. Flottation totale
b. Seconde méthode : sédimentation par la méthode de Stoll
i. Préparation de la solution de soude
ii. Méthode
iii. Lecture des lames et dénombrement des œufs
iv. Sédimentation totale
3. Comparaison des deux méthodes
4. Coproscopies de mélange
5. Analyses statistiques
III. Résultats
A. Comparaison des méthodes : flottation au PTS et sédimentation de Stoll
1. Comparaison de l’aspect des œufs de trématodes avec le PTS et avec la méthode de Stoll
a. Calicophoron daubneyi
b. Fasciola hepatica
c. Dicrocoelium lanceolatum
2. Analyse statistique
a. Prévalence et taux de mauvaise classification
b. Agrément
c. Comptage des œufs et classification
d. Sensibilité et valeur prédictive négative
B. Corrélation entre les coproscopies de mélange et les coproscopies individuelles
C. Comparaison de la mise en pratique des différentes techniques
1. Comparaison selon le temps nécessaire
2. Comparaison selon le coût
3. Facilité de lecture
IV. Discussion
A. Matériel et méthodes
1. Choix des méthodes
2. Echantillonnage
B. Résultats
C. Biais de l’étude
1. Echantillonnage
2. Homogénéité de la technique3. Recyclage du produit de flottation
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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