Ovocyte et microenvironnement folliculaire

Ovocyte et microenvironnement folliculaire

Pistes d’amélioration

Le choix de l’embryon à transférer a une importance cruciale puisqu’il doit permettre de sélectionner l’embryon ayant le plus fort potentiel implantatoire, avec comme objectif l’augmentation des probabilités de grossesse et la limitation des risques de grossesse multiple. A l’heure actuelle, ce choix est basé sur la morphologie et la cinétique embryonnaires. Pour ce faire, la majorité des embryologistes utilisent les travaux d’une réunion d’experts de la société européenne de reproduction humaine et d’embryologie (ESHRE) sur la classification embryonnaire (Balaban, 2011).
Les embryons sont observés à différents temps-clé. La décision de transfert est basée sur des paramètres morphocinétiques du développement embryonnaire comme : le stade développemental, la régularité embryonnaire, le taux de fragmentation, la présence ou non d’un clivage précoce, de blastomères multinuclés, etc. Certains auteurs ont en effet démontré que la morphologie embryonnaire est clairement corrélée à la viabilité de l’embryon (Meseguer, 2012).
Cependant, malgré l’amélioration des critères de sélection, les taux de grossesse obtenus par transfert sont relativement faibles ; ceci montre les limites de la morphologie embryonnaire dans le choix de l’embryon à transférer (Bromer, 2008).
De même, moins de 7% des ovocytes recueillis en FIV se développent en embryons normaux donnant une naissance vivante (Patrizio, 2009). La morphologie ovocytaire peut être évaluée par certains critères de mauvais pronostic comme les vacuoles d’endocytose, l’amas de SER, le bull’s eye, une zone pellucide épaisse ou hérissée, un espace péivitellin élargi ou granuleux, un globule polaire polylobé ou fragmenté … mais ceux-ci se révèlent également imparfaits.
Il devient donc essentiel de développer de nouvelles méthodes permettant de choisir l’embryon offrant la plus grande probabilité de grossesse. Plusieurs outils ont été développés récemment avec pour objectif de définir des marqueurs prédictifs de la compétence ovocytaire ou du développement embryonnaire et qui soient : reproductibles, faciles à mettre en œuvre, rapides à obtenir (délai de réponse compatible avec le délai du transfert embryonnaire), de faible coût et indépendants des autres critères morphologiques.

Système time lapse monitoring (TLM)

Les observations répétées apportent une meilleure compréhension du développement de l’embryon. Cependant, chaque observation implique une manipulation à l’extérieur de l’incubateur avec exposition des embryons à des conditions environnementales non optimales. Or, les conditions de culture sont essentielles pour obtenir des résultats satisfaisants en termes de développement embryonnaire, de taux d’implantation et de taux de grossesse (de Mouzon, 2010 ; Nygren, 2012). Ainsi, les variations de température et de pH provoquées par les ouvertures de l’incubateur pourraient avoir un effet nocif sur le développement embryonnaire. Le dilemme du biologiste est donc de trouver le bon équilibre entre la nécessité d’évaluer le développement embryonnaire et le besoin de limiter l’exposition de l’embryon à des conditions suboptimales.
Les systèmes time lapse monitoring (TLM) consistent à mettre en culture les embryons dans un incubateur muni d’une caméra photographiant les embryons à intervalles de temps réguliers et rapprochés. Contrairement à l’incubation classique, grâce aux systèmes TLM, les embryons peuvent rester dans un milieu adéquat tout au long de leur mise en culture. En outre, les photographies rapprochées permettent d’observer tous les stades du développement embryonnaire et notamment d’apprécier toutes les étapes clés (formation des pronuclei, clivage précoce, etc).
En 2012, pour la première fois, une étude rétrospective démontre un bénéfice du TLM en termes de taux de grossesses (Meseguer, 2012). Depuis, nombreux ont été ceux qui ont tenté, à l’aide de ce système, de définir de nouveaux paramètres morphocinétiques prédictifs du bon développement embryonnaire (Milewski, 2015 ; Siristatidis, 2015). Malgré tout, la supériorité du TLM par rapport à l’incubation classique reste controversée, notamment du fait d’un manque d’essai contrôlé randomisé prospectif (Kaser, 2014). Une méta-analyse récente conclut à l’absence de différence significative en termes de taux de naissance, de fausse couche ou de grossesse clinique entre le TLM et l’incubation embryonnaire conventionnelle (Cochrane, 2015).

Omiques

Malgré l’importance de l’analyse morpho-cinétique de l’embryon, celle-ci reste insuffisante pour approcher les mécanismes moléculaires présidant au développement de l’embryon pré-implantatoire. Le développement des techniques de biologie moléculaire et notamment des « omiques » a permis d’envisager l’étude à grande échelle de marqueurs de la viabilité embryonnaire.
L’objectif est d’identifier des biomarqueurs prédictifs de la qualité ovocytaire et embryonnaire (Dumesic, 2015). Pour mener des études non invasives, les marqueurs recherchés appartiennent à différents échantillons biologiques qui ne sont pas utilisés pour la suite de la procédure d’AMP tels que les cellules folliculeuses, le liquide folliculaire ou même le milieu de culture embryonnaire. Au sein de ces différents échantillons biologiques sont développées des méthodes étudiant les évènements transcriptionnels, traductionnels et post-traductionnels.

Transcriptomique

La transcriptomique est l’étude de l’ensemble des ARN messagers produits lors du processus de transcription du génome. La compréhension du transcriptome est donc essentielle pour interpréter les aspects fonctionnels du génome.Cependant, la connaissance des transcrits d’embryons humains est limitée par l’accès restreint à la recherche sur l’embryon et par la quantité limitée de matériel génétique dans un embryon. Par conséquent, la plupart des études ont lieu sur des embryons surnuméraires. Ces embryons n’étant pas transférés, les résultats ne peuvent pas être corrélés avec la viabilité embryonnaire en terme de taux de grossesse. Ainsi, les résultats obtenus sont majoritairement ceux d’études animales, des résultats qui ne sont pas directement transposables chez l’humain. Malgré cela, plusieurs études retrouvent des profils d’expression génique différents entre des embryons s’implantant et des embryons ne s’implantant pas (El Sayed, 2006 ; Ghanem, 2011 ; Parks, 2011). Chez l’homme, une seule étude a permis d’identifier plus de 700 transcrits qui étaient uniquement exprimés chez des embryons humains donnant une grossesse, confirmant ainsi l’hypothèse que l’expression génique est un facteur prédictif de grossesse (Jones, 2008). Les progrès du séquençage nouvelle génération (NGS) et des puces d’hybridation génomique comparative (CGH-array) permettent de séquencer l’intégralité du transcpriptome provenant de biopsies de trophectoderme de blastocystes. Les résultats obtenus avec les deux techniques sont concordants (Fiorentino, 2014) et il existe des différences de transcrits entre les blastocystes donnant une naissance vivante et les blastocystes ne s’implantant pas malgré une classification morphologique identique (Kirkegaard, 2015).
Plusieurs auteurs étudient donc les transcrits des cellules folliculeuses car, contrairement à l’étude des embryons, il s’agit d’une méthode non invasive pouvant refléter les caractéristiques et la qualité ovocytaire et embryonnaire. L’étude du transcriptome des cellules folliculeuses est possible grâce à la qRT-PCR (quantitative reverse transcriptase-polymerase chain reaction) et grâce aux technologies microarrays (Uyar, 2013). Il existe un lien entre du profil d’expression des cellules folliculeuses avec la maturité ovocytaire (Ouandaogo, 2011), avec le clivage précoce embryonnaire (van Montfoort, 2008), avec la qualité de l’embryon au troisième jour du développement (Assou, 2008) et avec le potentiel implantatoire (Hamel, 2008).

Protéomique

La protéomique est une étude des protéines à large échelle. Le protéome dépend directement de l’état physiologique d’une cellule. L’étude du protéome va donc plus loin que la simple analyse des protéines et elle permet une meilleure compréhension des fonctions cellulaires que la transcriptomique dans la mesure où presque la moitié des ARNm produits ne sont pas traduits et/ou dégradés avant la synthèse protéique (Dumesic, 2015).
Des études analysant la protéomique permettent de connaître la composition du liquide folliculaire chez des femmes fertiles (Zamah, 2015) : à ce jour, 480 protéines ont été identifiées par spectrophotométrie de masse dans le liquide folliculaire (Ambekar, 2013). L’étude de la protéomique permet également de mieux comprendre la physiopathologie de certaines des étiologies féminines les plus courantes d’infertilité : le syndrome des ovaires polykystiques (Jarkovska, 2011 ; Ambekar, 2014), l’endométriose (Lo Turco, 2013 ; Regiani, 2015). Une étude a même mis en place un modèle combinant les informations apportées par la protéomique et par le TLM afin d’améliorer la sélection embryonnaire (Dominguez, 2015).

Métabolomique

La métabolomique étudie l’ensemble des métabolites d’un échantillon biologique. Comme dans le cas de la protéomique, ces résultats dépendent également de l’état physiologique des cellules.
La composition du microenvironnement folliculaire est directement influencée par la communication bidirectionnelle entre l’ovocyte et les cellules qui l’entourent. Ainsi, le liquide folliculaire est le reflet direct du développement ovocytaire (Dumesic, 2015), et, sa composition pourrait être un facteur prédictif du potentiel développemental ovocytaire et embryonnaire. En effet, le liquide folliculaire reflète l’ensemble du métabolisme du follicule et il contient des molécules qui sont essentielles pour la maturation ovocytaire.La coordination entre croissance ovocytaire, prolifération des cellules de la granulosa et différenciation des cellules thécales est assurée par des protéines ovocytaires de la superfamille transforming growth factor β (TGF-β) dont le BMP 15 (bone morphogenetic protein 15) et le GDF 9 (growth differientation factor 9). Ces protéines interagissent avec les cellules environnantes qui produisent à leur tour leurs propres facteurs paracrines (kit ligand, inhibines, activines, antimüllerian hormone (AMH), TGFα (Sugiura, 2005 ; Gosden, 2010 ; Li, 2013) (figure 2).
Plusieurs auteurs se sont penchés sur les concentrations dans le liquide folliculaire : de différentes hormones (Reinthaller, 1987 ; Basuray, 1988 ; Enien, 1995; Mantzoros, 2000; De Placido, 2006), de facteurs de croissance (Artini, 1994 ; Chang, 2002 ; Cupisti, 2007 ; Wu, 2007 ; Wang, 2006) et de dérivés réactifs de l’oxygène (Attaran, 2000 ; Pasqualotto, 2004). D’autres approches enfin consisteraient à identifier une signature moléculaire du liquide folliculaire ou du milieu de culture (Seli, 2010 ; Gardner, 2001 ; Katz-Jaffe, 2006).Les corrélations entre ces concentrations et le taux de fécondation, ou de grossesse n’étaient pas toujours statistiquement significatives. Seule une étude démontre des différences de composition métabolique du liquide folliculaire chez les femmes dont l’hormone chorionique gonadotrope humaine (β-hCG) s’est positivée suite à la tentative d’AMP et celles dont la β-hCG est restée négative (Wallace, 2012).

Cytokines et facteurs de croissance

La qualité ovocytaire est également liée avec le taux de cytokines et de facteurs de croissance dans le liquide folliculaire : en effet, il existe une corrélation entre la qualité ovocytaire et des concentrations augmentées en G-CSF (granulocyte-colony stimulating factor) (Ledee, 2010; 2011; 2013), en interleukines (IL)-12, IL-6, IL-8 et IL-18 (Sarapik, 2012; Bedaiwy, 2007), en facteur neurotrophique dérivé du cerveau (Wu, 2012), en BMP2 (Sugiyama, 2010). La qualité ovocytaire est également corrélée avec des concentrations diminuées en IL-1, IL-12 (Mendoza, 2002) et en isoforme 165 du VEGF (Savchev, 2010).
Cependant, le facteur jouant le rôle le plus déterminant de la qualité ovocytaire n’a pas encore été défini (Dumesic, 2015).

Ovocyte et microenvironnement folliculaire

Ovogenèse

L’ovogenèse représente l’ensemble des processus permettant la multiplication, la croissance et la différenciation des cellules germinales femelles jusqu’au stade de l’ovocyte mature. Ces phénomènes sont sous la dépendance du dialogue existant entre l’ovocyte et les cellules folliculeuses. C’est un processus discontinu, se déroulant de la vie fœtale, jusqu’à la ménopause, et se déroulant selon la chronologie suivante (Thibault, 2001) (Figure 3) :
• Multiplication : Les ovogonies se multiplient par mitose pendant la vie fœtale, et entrent en méiose jusqu’au stade d’ovocyte I, bloquent en fin de prophase de première division (noyau sous forme de vésicule germinative). Les ovocytes I s’associent avec les cellules périoovocytaires, pour former les follicules primordiaux.
• Croissance : Cette longue phase, débutant après la naissance et se terminant lors de la maturation finale du follicule, permet à l’ovocyte de passer d’une taille de 35-40 μm à une taille de 120 μm de diamètre. Le noyau, au stade de vésicule germinative, voit son diamètre doubler de taille. L’ovocyte est alors le siège de phénomènes de transcription et de synthèses protéiques intenses (ZP1, ZP2, ZP3 et protéines du cycle cellulaire) et de modifications cytoplasmiques (au niveau mitochondrial, de l’appareil de Golgi, des granules corticaux, et de la zone pellucide). Au fur et à mesure de sa croissance, l’ovocyte pourra alors acquérir sa compétence méiotique puis sa compétence au développement, se finalisant après le pic de LH. A la fin de la phase de croissance, la chromatine se réorganise au niveau périnucléolaire, et les activités de transcription s’estompent.
• Maturation : Elle comprend une maturation cytoplasmique, nucléaire et membranaire. La maturation cytoplasmique correspond à la capacité de l’ovocyte mature à subir une fécondation et à soutenir un développement embryonnaire normal, grâce à l’accumulation de transcrits maternels. Au cours de la croissance ovocytaire, l’acquisition de la compétence cytoplasmique reste difficilement appréciable, en dehors de l’évaluation du diamètre de l’ovocyte. Concernant la maturation nucléaire, chaque mois et ce, jusqu’a la ménopause, le pic préovulatoire de LH permettra à un ovocyte de reprendre sa méiose (métaphase I, anaphase I et télophase I). L’ovocyte expulse alors son premier globule polaire, sans subir d’interphase, puis débute sa deuxième division méiotique jusqu’au stade de métaphase II. Seul la fécondation lui permettra de terminer sa méiose (anaphase II et télophase II), et d’expulser son deuxième globule polaire.
Figure 3 : Schéma général de l’ovogenèse (Parinaud, 2013).
Au niveau moléculaire, l’inhibition de la reprise de méiose au stade de prophase I est rendue possible grâce à des facteurs folliculaires comme l’OMI (Oocyte meiotic inhibitor), et grâce à des facteurs ovocytaires comme une concentration élevée en adénosine monophosphate cyclique (AMPc). En revanche, la décharge ovulante de LH va bloquer la transmission du signal OMI, induire une synthèse de Stérols Activateurs de Méiose (MAS) par les cellules du cumulus, une libération de calcium intracellulaire, et diminuer la concentration d’AMPc, permettant ainsi la reprise de la méiose. Celle-ci est également initiée par un facteur cytoplasmique, le MPF (M-Phase promoting factor), qui induit la phosphorylation de diverses cibles (histones 1, l’ARN polymérase, protéines associées aux microfilaments…). Ces phénomènes entrainent la rupture de la vésicule germinative (GVBD), la condensation des chromosomes, le remodelage du cytosquelette pour la mise en place du fuseau méiotique, ainsi que des modifications de la synthèse protéique. Le maintien de l’ovocyte en métaphase II est alors permis grâce au facteur cytostatique CSF, kinase inhibant la dégradation des cyclines et permettant le maintien d’un taux élevé de MPF.

Folliculogenèse

La folliculogenèse correspond à la succession des différentes étapes du développement folliculaire de la sortie de la réserve jusqu’à l’ovulation ou l’involution (Thibault, 2001). C’est un phénomène continu ou l’ovaire a une activité propre et une régulation locale, alors que l’axe hypothalamo-hypophysaire ne régule, à partir de la puberté et de façon cyclique, que les étapes de la folliculogenèse terminale et de l’ovulation. L’évolution folliculaire la plus commune est l’atrésie (99.9%), puisque seulement 400 follicules iront jusqu’à l’ovulation sur un stock fœtal de 7 millions.

Différents types histologiques de follicules

Au cours de son développement, un follicule passe par différents stades (Figure 4) :
– Follicule primordial : Un follicule primordial est constitué d’un ovocyte bloqué en fin de prophase I, et d’une couche de cellules folliculeuses endothéliformes aplaties. Les follicules primordiaux représentent plus de 95 % de la population folliculaire totale de l’ovaire, constituant la « réserve ovarienne ».
– Follicule primaire : Un follicule primaire est constitué d’un ovocyte bloqué en fin de prophase I, et d’une couche de cellules folliculeuses cubiques. La membrane de Slavjanski devient visible, ainsi que le premier signe de formation de la zone pellucide.
– Follicule secondaire : Ce follicule est composé d’un ovocyte bloqué en fin de prophase I, et de plusieurs couches de cellules folliculeuses cubiques, constituant la granulosa.
– Follicule préantral : Ce follicule présente un nombre supérieur de couches de cellules de la granulosa, tandis que les cellules du stroma s’organisent en thèques interne et externe. C’est à ce stade que le follicule devient sensible aux gonadotrophines.
– Follicule tertiaire ou cavitaire ou « à antrum » : A ce stade apparait une cavité riche en liquide folliculaire, l’antrum. Les cellules folliculeuses s’organisent en cumulus oophorus au niveau duquel fait saillie l’ovocyte (la couche cellulaire interne prenant le nom de corona radiata), et en granulosa murale pour celles regroupées le long de la paroi folliculaire. La thèque interne, très vascularisée, est formée de cellules chargées d’aromatiser les androgènes en estrogènes, tandis que la thèque externe est constituée de cellules stromales.
Figure 4 : Représentation des différents stades de la folliculogenèse (Gosden, 2010)

Chronologie

La folliculogenèse suit la dynamique suivante (Figure 5) :
– Quiescence des follicules primordiaux
– Initiation de la croissance folliculaire de base
Cette étape correspond au passage du stade de follicule primordial à primaire. Le nombre de follicules sortant de la réserve par jour est proportionnel à la réserve ovarienne. Chez une femme de 20 ans, une vingtaine de follicules par jour initient ainsi leur croissance. L’ovocyte augmente en taille, de même que son noyau. A partir d’une certaine taille, l’envoi de signaux paracrines aux cellules péri-ovocytaires entraine leur transformation en cellules cubiques, ainsi que leur multiplication. Les facteurs impliqués sont notamment le Kit-Ligand et son récepteur c-kit ; tandis que l’AMH, produite par les cellules de la granulosa des follicules primaires à antraux de 2-7 mm, exerce un rétrocontrôle négatif en inhibant l’initiation de la croissance des follicules primordiaux.
– Croissance folliculaire de base
Cette phase permet le passage du stade de follicule primaire au stade de follicule à antrum de 2-5 mm de diamètre. Elle implique des facteurs ovocytaires, tels que GDF9 et BMP15, nécessaires à la croissance des follicules primaires et à la formation des follicules secondaires.
– Développement folliculaire terminal
Cette dernière phase est sous la dépendance des gonadotrophines, avec pour conséquence un impact possible des traitements de stimulation de l’ovulation en FIV. D’une durée de 15 jours, elle est activée dès la régression du corps jaune du cycle précédent, et permet le passage d’un follicule de 2 mm de diamètre au stade pré-ovulatoire de 20 mm, avec une multiplication intense des cellules de la granulosa. Trois étapes successives sont à distinguer (Thibault, 2001) :
# Recrutement : Suite à la régression du corps jaune pendant la phase lutéale du cycle précédent, la chute conjointe de l’œstradiol et de l’inhibine A entraine, par rétrocontrôle, l’augmentation de la FSH. Les follicules antraux recrutables, c’est-à-dire sensibles aux gonadotrophines, entrent alors en croissance terminale, constituant une cohorte de follicules. Pendant la phase folliculaire précoce, l’augmentation progressive de la FSH permet la multiplication des cellules de la granulosa, puis l’acquisition sur celles-ci de récepteurs à FSH, induisant ainsi l’expression d’une activité aromatase convertissant les androgènes en estrogènes.
# Sélection : En milieu de phase folliculaire, sous l’effet de l’augmentation progressive de l’œstradiol et de l’inhibine B secrétés par les follicules recrutés, le taux de FSH diminue. Seuls les follicules ayant le seuil de réponse à la FSH le plus bas (correspondant au nombre d’ovulation caractéristique de l’espèce) poursuivent leur croissance.
# Dominance : Cette phase voit la croissance et la maturation du follicule préovulatoire, la régression par atrésie des autres follicules de la cohorte, et le blocage du recrutement de nouveaux follicules. Progressivement, le follicule passe de FSH à LH-dépendant, par acquisition de récepteurs à LH sur la granulosa et pourra ainsi répondre à la décharge pré-ovulatoire de LH.
– Ovulation
L’ovulation correspond à l’expulsion de l’ovocyte hors du follicule. L’augmentation exponentielle de la sécrétion d’œstradiol par le follicule dominant exerce un rétrocontrôle positif sur la sécrétion de LH. L’ovulation survient alors environ 36 heures après le début du pic de LH. De nombreux remaniements morphologiques interviennent, comprenant l’arrêt des divisions cellulaires des cellules de la granulosa, la rupture des jonctions perméables entre les cellules de la granulosa, la dissociation des cellules du cumulus oophorus (sécrétion importante d’acide hyaluronique) sous l’effet de facteurs ovocytaires tels que GDF 9 et BMP 15, la pénétration des vaisseaux dans la granulosa, la tuméfaction de la thèque externe, l’aplatissement des cellules de l’épithélium ovarien, et enfin la contraction et la rupture folliculaire, avec la libération du liquide folliculaire. De nombreux facteurs folliculaires ou ovocytaires sont impliqués au moment de l’ovulation : l’œstradiol et la progestérone, des facteurs intervenant sur le système vasculaire et l’angiogenèse (oxyde d’azote, endotheline, système rénine-angiotensine, VEGF), des protéases (plasmine, collagénase, ADAM TS-1, cathepsine L), et des facteurs pro-inflammatoires (TNF α, IL-1 β, histamine, bradykinine).
Figure 5 : Folliculogenèse, ovogenèse et cycle ovarien

Communication bidirectionnelle ovocyte/cumulus

Il existe un dialogue intense qui s’établit entre l’ovocyte et son microenvironnement folliculaire, selon deux types de mécanismes : les jonctions communicantes et les signaux paracrines. Ces échanges réciproques s’avèrent indispensables pour que les phénomènes de folliculogenèse et d’ovogenèse s’effectuent de manière harmonieuse et coordonnée. Cet échange intéresse principalement les cellules du cumulus, qui malgré leur origine commune, se comportent très différemment des cellules de la granulosa murale. C’est à partir du stade tertiaire que les cellules du cumulus – composées de 5 000 à 8 000 cellules – se différencient des cellules de la granulosa et que s’intensifie le dialogue entre l’ovocyte et les cellules folliculeuses. Les facteurs secrétés par l’ovocyte (GDF9, BMP15, BMP6, et les activines) seraient à l’origine de cette différenciation entre cellules du cumulus et cellules de la granulosa murale (Gilchrist, 2004 ; Diaz, 2007)

Jonctions communicantes

Les cellules de la corona radiata présentent à leur pôle apical des prolongements cytoplasmiques qui traversent la zone pellucide jusqu’à l’oolemme. A l’extrémité se trouvent des jonctions communicantes permettant la diffusion de certaines substances, de poids moléculaire inferieur à 1 kDa : ions, métabolites, seconds messagers (AMPc, GMPc), nucléotides et certains acides aminés (Anderson, 1976).
Structurellement, les jonctions communicantes sont formées de protéines de la famille des connexines. Ces sous-unités protéiques s’assemblent en hexamère pour former un connexon (Unger, 1999). Un connexon est constitué d’un seul type de connexines (connexon homomérique) ou de plusieurs types combinés ensemble (connexon hétéromérique). Lorsque deux extrémités de connexons cylindriques provenant de cellules adjacentes se touchent, ils forment un canal intercellulaire reliant les deux cellules. Si les deux connexons sont identiques, la jonction est dite homotypique, en revanche, deux connexons différents forment une jonction hétérotypique. Les connexines37 (Cx37) sont constitutives des jonctions entre l’ovocyte et les cellules de la granulosa, tandis que les connexines 43 (Cx43) composent les jonctions qui se mettent en place entre les cellules de la granulosa elles mêmes.
Au fur et à mesure de la croissance folliculaire, les jonctions communicantes augmentent en nombre et en dimension (Larsen, 1988). A partir de l’ovulation, lors de la reprise de la méiose, les prolongements cytoplasmiques se rétractent et les jonctions communicantes entre l’ovocyte et les cellules du cumulus disparaissent (mais persistent entre les cellules du cumulus elles-mêmes). Cependant, l’intégrité du complexe cumulo-ovocytaire reste indispensable pour le transport de celui-ci dans l’oviducte, via des phénomènes d’adhésion aux cellules épithéliales tubaires. La régulation de la communication par l’intermédiaire des gap-junctions s’effectue par des réactions de phosphorylation des connexines, ainsi que par l’endocytose et la dégradation protéolytique des connexons.

Table des matières

Introduction
A – Assistance médicale à la procréation (AMP)
1) Epidémiologie de la fertilité:
2) Résultats actuels en AMP
3) Pistes d’amélioration
d- Système time lapse monitoring (TLM)
e- Omiques
b1/ Transcriptomique
b2/ Protéomique
b3/ Métabolomique
f- Cytokines et facteurs de croissance
g- Analyse du microenvironnement folliculaire
B- Ovocyte et microenvironnement folliculaire
1) Ovogenèse
2) Folliculogenèse
a- Différents types histologiques de follicules
b- Chronologie
3) Communication bidirectionnelle ovocyte/cumulus
a- Jonctions communicantes
b- Signaux paracrines
C- Mitochondrie et qualité ovocytaire/embryonnaire
1) Généralités sur la mitochondrie et l’ADN mitochondrial
2) Transmission maternelle à l’embryon
3) Rôles de la mitochondrie dans l’ovogenèse et l’embryogenèse
a- Ovogenèse
b- Embryogenèse
D- Cellules folliculeuses et qualité ovocytaire / embryonnaire ?
Objectif de l’étude
Matériels & Méthodes
A- Patients
1) Description de la population
2) Recrutement
3) Critères de sélection
B- Collection échantillons
C- Extraction ADN mitochondrial
D- Quantification de l’ADN mitochondrial
E- Critères de jugement
1) Critère de jugement principal : qualité embryonnaire
2) Critères de jugement secondaires
a- Maturité ovocytaire
b- Evolutivité embryonnaire
c- Implantation embryonnaire
F- Statistiques
Résultats
A- Caractéristiques de la population
B- Echantillons et quantification de l’ADN mitochondrial
C- Critère de jugement principal : qualité embryonnaire et ADNmt
1) Analyse univariée
2) Analyse multivariée
D- Critères de jugement secondaires
1) Analyse univariée
a- Maturité embryonnaire
b- Evolutivité et implantation embryonnaire
2) Analyse multivariée
a- Maturité ovocytaire
b- Evolutivité et implantation embryonnaire
E- ADN mitochondrial
1) Analyse univariée
2) Analyse multivariée
F- Paramètres spermatiques
Discussion
A- Biais et analyse critique des méthodes
B- Présentation des résultats et comparaison avec d’autres travaux.
1) Mitochondrie et qualité embryonnaire
2) Cellules folliculeuses et qualité embryonnaire
3) Cellules folliculeuses et critères de jugement secondaires
4) Facteurs de variation du taux d’ADNmt moyen des cellules folliculeuses
5) Conclusion

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