Soutenance mémoire
Sols
Pour leur culture, Annona squamosaet Annona muricatapréfèrent les sols humifères (Arbonnier, 2000) même si elles peuvent se développer sur dřautres types de sols. Les sols latéritiques, à condition quřils soient bien drainés et nřaient pas de couche dure sous la surface arable, et les sols alluviaux conviennent parfaitement à ces arbres de même que les sols côtiers, les sols des collines et les pentes (Von Maydell, 1986). Les sols lourds à forte teneur en argile ainsi que les sols sablonneux sont à éviter (Tindall, 1968). Il leur faut un sol bien aéré avec un pH variant entre 6 et 7,5 pour A.muricata (Zayas, 1966 ; Melo et al, 1983 ; Ledo, 1992 ; Pinto & Silva, 1994). Annona squamosa tolère la salinité jusquřà un certain niveau. Annona senegalensis,quant à elle,aime les sols pierreux, les bancs de graviers des rives (FAO, 1989), les frîches et les jachères des savanes sahéliennes à guinéennes. Elle pousse également dans les sables paralittoraux plus ou moins en association avec Annona glauca dans le sous-bois des savanes arborées soudaniennes (Arbonnier, 2000).
Phénologie
Les saisons de floraison et de fructification diffèrent selon les espèces dřAnnonacar dépendant des zones géographiques et climatiques. La conaissance de la phénologie est importante pour une bonne gestion des vergers. En général, entre la floraison et la fructification il yřa 5 à 6 mois. Dans les régions tropicales où les températures varient peu, il existe 2 types de saisons : une saison sèche et une saison humide. Les périodes de fructification et de floraison varient en fonction des saisons mais A.muricatapeut fleurir et fructifier continuellement (Pinto et al., 2005) quand elle est bien arrosée. On note toutefois une variation de la période de fructification selon les régions. En Floride (25° Nord), la fructification a lieu de juin à septembre (Mowry et al., 1941) alors quřà Brasilia (15° Sud), elle a lieu au début de la saison sèche (avril à juillet). Dans la région des Caraïbes (15-20° Nord), la fructification sřétend de février-mars (saison sèche) à septembre (saison humide) avec un pic durant la saison humide de juin à août. (Bueso, 1980). Chez cette Annone, le développement du fruit dure environ 6 mois. Au Mexique, la floraison a lieu de juin à juillet (saison humide) puis de décembre à janvier (saison sèche) tandis quřau Brésil, elle sřeffectue de novembre à février en saison humide.
Chez A.senegalensis, la floraison a lieu durant la saison sèche, dřoctobre à décembre en Tanzanie (5° Sud) et de décembre à février dans les régions côtières alors que la fructification a toujours lieu durant la saison des pluies (FAO, 1983). Chez Annona squamosa, la floraison a généralement lieu pendant la saison sèche et la fructification durant la saison humide. Cependant à Brasilia, elle fleurit en décembre, durant la saison sèche, alors que la fructification a lieu au mois de mai pendant la saison sèche.
Répartition géographique
Dřaprès Berhaut (1976), et Arbonnier (2000) ce sont toutes des espèces tropicales (Figure 1). Originaires de lřAmérique du sud, Annona muricata et Annona squamosa sont cultivées un peu partout en zone tropicale de lřAmérique latine à lřAsie en passant par lřAfrique. Elles ont été introduites par les Espagnols en Asie et en Afrique (Popenoe, 1939 ; Purseglove, 1968). Au Sénégal, on les retrouve en culture dans les jardins péri_urbains de Dakar et de la Casamance. Ces espèces sont cultivées dans les villes et villages, dans des jardins potagers ou à proximité des puits, parfois dans les zones les plus sèches (Kerhraro, 1973). A. senegalensis est retrouvée à lřétat sauvage au niveau de la savane arborée soudanienne et guinéenne en Afrique tropicale (FAO, 1988) du Sénégal au Soudan en passant par la Guinée, la Côte dřIvoire, le Mali, le Togo. Elle y est commune, localement abondante mais disséminée. On la retrouve jusquřen Cameroun en Afrique centrale. Au Malawi, on rencontre la forme naine dřA.senegalensisavec des fruits se développant presque au ras du sol (Williamson, 1974). Elle est également retrouvée en Afrique orientale et à Madagascar (Malgras, 1992). Au Sénégal on la retrouve dans la région du Cayor mais aussi dans le sousbois de la savane arborée en Casamance et à Tambacounda. Il en est de même de la zone paralittorale, plus ou moins en mélange avec Annona glauca, mais inégalement reparties.
Caractéristiques botaniques
Tiges et rameaux
Comme la plupart des Annonacées, ces espèces sont des petits arbres de jardin (Corossolier et Attier) ou arbustes sauvages (Dugor) hauts de 1 à 3m pouvant atteindre exceptionnellement 4 m. Selon Arbonnier (2000), chez Annona muricatacette taille peut aller jusquřà 6 voire 8 m (Planche 1). Elles ont une cime irrégulière avec des branches assez basses, chez lřAttier et le Corossollier (NAS, 1975) à très basses chez lřAnnone du Sénégal même si le Corossolier présente, dans certaines régions, un tronc droit (Pinto & Silva ,1996).
La tige peut atteindre 28 cm de diamètre chez A. senegalensis (FAO, 1983, 1988).
Comme la plupart des Annonacées, elles ont une écorce gris-brun, souvent rugueuse et ondulée (Léon, 1987). Chez A.muricata, les bourgeons sont aigus. Les rameaux sont gris à bruns plus ou moins pubescents. Chez le Pomme-canellier et le Corossolier, ils sontlenticellés.
Méthodes de propagation et gestion des arbres
Méthodes de propagation
Il y a 2 types de propagations conventionnelles chez les Annonacées : la propagation sexuée par ensemencement de graines et la propagation asexuée ou végétative.
Reproduction par semis de graines
Les graines qui doivent être utilisées pour lřensemencement doivent être extraites à partir de plante-mères qui ont un haut rendement en fruits, une haute résistance aux maladies et parasites et une bonne qualité de fruits produits (Augustin & Alviter, 1996). Les graines devraient être semées le plutôt possible après la récolte des fruits mûrs puisquřelles peuvent perdre leur viabilité durant le stockage (Coronel, 1994 ; Nakasone & Paull, 1998). En effet, la tolérance des graines dřAnnonaaux conditions de stockage et lřimpact de ces conditions de stockage sur la germination varient selon les espèces (Hernandez, 1983). Les graines sèches tenues à de basses températures fournissent les meilleurs taux de germination (Torres & Sanchéz, 1992). Cependant, une germination irrégulière peut être dûe à différents niveaux et types de dormance (Hayat, 1963 ; Pinto, 1975a, b ; Purohit, 1995 ; Feirreira et al., 1997 ; de Smet et al., 1999 ; Ferreira et al., 1999 ; Hernandéz et al., 1999 ; Moreno Andrade, 1999) dřoù lřimportance de certains traitements préalables nécessaires pour lever ces dormances.
Le prétraitement, avant lřensemencement, du substrat composé de 2/3 de sable fin et 1/3 de sol de jardin (Coronel, 1994) ou de compost est fortement recommandé (Torres & Sanchez, 1992; Junqueira et al., 1996 ; Kavati & Piza Jr., 1997) pour éliminer les champignons, les graines de mauvaises herbes et les nématodes quřil peut contenir. Le substrat traité est transféré au niveau du système de germination mis en place dans les pépinières. Les graines sont directement ensemencées dans des sacs en plastique noirs (Pinto & Silva, 1996). Pour une production optimale, il faut une profondeur dřenfouissement de 1 à 2 cm, un espacement de 1 à 3 cm entre les trous et 10 cm entre les rangées (www.icuciwmi.org/filesR7187).
Propagation végétative
La reproduction par semis de graines pose un problème de variabilité des plantes produites concernant la croissance et la production de fruits. Ainsi, la propagation végétative est nécessaire pour la mise en place dřun verger. Celle-ci se fait selon différentes méthodes : le greffage (Nakason & Paull, 1998), le marcottage (George & Nissen, 1987), le bouturage, la micropropagation, etc. Différents organes peuvent être utilisés, selon les espèces, pour la propagation végétative : lesracines (Hartmann et al, 1990), les bourgeons (Moran et al., 1972 ; Duarte et al., 1974 ; Torres & Sanchez, 1992 ; Pinto et al., 2001), les tiges et les branches, etc. A. senegalensis est capable de regénérer naturellement par drageonnage et par marcottage (Bellefontaine, 2005).
Propriétés pharmacologiques et chimiques
Sur le plan médical, différents organes de ces arbres ou arbustes (feuilles, racines, écorces…), sont utilisés pour guérir toutes sortes de pathologies (Misas, 1979; Sundarrao, 1993; Heinrich, 1992) grâce aux substances bioactives quřils contiennent, principalement les flavonoïdes, les alcaloïdes, les terpènes, les acétogénines, etc. Grâce à leurs propriétés cytotoxiques, certaines acétogénines auraient des propriétés anti-cancéreuses (Chang et al., 1993 ; Cortès et al.,1993) tandis que dřautres sont anti-bactériennes, anti-helminthiques ou immuno-suppréssantes (Rupprecht et al, 1990). Cřest le cas des substances extraites des racines dřA.muricata (Gleye et al.,1998). Chez cette espèce, lřécorce contient des alcaloïdes et les huiles essentielles extraites des feuilles ont des propriétés parasiticides, antidiarrhéiques et anti-neuralgiques (Moura, 1988). Lřinfusion de ces feuilles dans de lřeau bouillie donne une solution aux propriétés anti-spasmodiques, astringentes et gastriques (Calzavara et al., 1987; Khan et al., 1997) utilisée par les diabétiques pour son action hypoglycémiante (Adewole & Caxton-Martins, 2006) et efficace dans le traitement des refluxgastriques (Calvazara et al,1987) et des maux de rein (Duke, 1970). Les fleurs et les pétales cuits sont utilisés dans le traitement de lřinflammation des yeux (Calvazara et al., 1987).
Lumière
Elle peut lever ou installer un état de dormance au sein de la graine (Heller et al., 1989). Selon lřespèce, la lumière peut être défavorable ou nécessaire à la germination mais sous des énergies faibles. Selon Côme et al(1982), on peut diviser les graines en 3 catégories selon leur photosensibilité :
– les graines à photosensibilité positive qui germent mieux à la lumière blanche quřà lřobscurité. Les semences de certaines espèces ne peuvent germer quřà la lumière. Cřest le cas du Fraisier chez qui la lumière est indispensable à la germination (Scott & Draper, 1966 ; Scott & Draper, 1967 ; Thompson, 1969 ; Nakamura, 1972 ; Hanke, 1993).
– les graines à photosensibilité négative qui ne germent pas ou germent difficilement à la lumière blanche.
– et les graines non photosensibles qui germent indifféremment à la lumière comme à lřobscurité.
Inaptitudes à la germination
Parmi les critères requis pour quřune graine puisse germer figure la maturité. Mais il se peut quřune post-maturation soit nécessaire dans certains cas. Bien quřayant subi une postmaturation complète, il arrive quřune graine soit aussi incapable de germer, alors que tous les facteurs internes et externes normalement considérés comme favorables à sa germination soient réunis (Heller, 1982). On parle alors dřobstacles, de dormance (Willan, 1985) ou dřinaptitudes à la germination (Côme, 1982).
La dormance est un caractère adaptatif important des végétaux dans la nature qui permet la préservation de la graine et donc de lřembryon, dans les conditions défavorables, jusqu’à ce quřelles redeviennent favorables à la germination (Bewley & Black, 1994 ; Bewley, 1997; Baskin & Baskin, 1998 ; Koorneef & Hilhorst, 2002 ; Donohue et al, 2005 ; FinchSavage & Leubner-Metzger, 2006). On distingue diverses sortes de dormances qui peuvent coexister dans une même graine.
La classification la plus simple consiste à faire la distinction entre : la dormance exogène ou inhibition tégumentaire, la dormance endogène ou dormance embryonnaire, et la dormance combinée où interviennent en même temps lřinhibition tégumentaire et la dormance embryonnaire (Willan, 1992).
ETUDE DES CAPACITES GERMINATIVES, EN CONDITIONS AXENIQUES, DE 3 ESPECES D’ANNONACEES (Annona muricata L., A. senegalensisPers., et A. squamosaL.)
Introduction
La germination fait partie des modes de régénération les plus utilisées pour les espèces forestières en Afrique (Bellefontaine, 2005). Chez les Annonacées, celle-ci peut être longue et irrégulière pour les semences du corossollier (30 à 40 jours) et de lřattier (35 à 50 jours), malgré un taux de germination appréciable, et dépend du temps et des conditions de conservation des semences après leur récolte (Hernandez, 1983). Ceci fait que la propagation de ces espèces par la germination peut être lente et difficile rendant leur régénération par cette méthode longue et coûteuse. La réussite de la germination des graines dřAnnonacées dépend de beaucoup de facteurs (Pinto et al., 2005). Selon Hernandez et al.(1999), cette irrégularité et cette lenteur de la germination des semences sont dues à différents niveaux et types dřinhibitions. Les graines de ces espèces sont munies dřun tégument très dur qui ralentit fortement lřimbibition. Ce type dřinhibition a été signalé chez les légumineuses (Cavanagh, 1980 ; Bensaid, 1991 ; El Nour et al., 1991 ; Danthu et al., 1992). Il est rencontré chez de nombreuses espèces à téguments dures comme le baobab (Samb, 2005). Lřimperméabilité de la graine serait ainsi due à la structure des enveloppes séminales (Côme, 1970). Chez Annona cherimola, lřimbibition des graines à lřeau distillée pendant 24 à 72 h avant toute mise en germination pour diminuer les polyphénols a permis dřaméliorer le taux de germination des graines (De Smet et al, 1999). En plus de ces facteurs intrinsèques aux semences, les facteurs externes tels que la température et la lumière sont à prendre en compte. En effet, La température compatible avec la germination dřune espèce sřinscrit, en général, dans une gamme assez large. Une alternance température élevée/température basse peut avoir un effet bénéfique sur la germination, en provoquant la fissuration du tégument et donc lřentrée rapide de lřeau et de lřoxygène dans la graine où ils atteignent plus facilement lřembryon (Côme, 1975 ; Kaddour, 2002). La lumière peut lever ou installer un état de dormance au sein de la graine (Heller et al.,1989). Selon lřespèce, elle peut être défavorable ou nécessaire à la germination (Côme et al, 1982). Lřamélioration du taux de germination de ces graines passe donc par la compréhension de leurs conditions de germination ainsi que lřinfluence du prétraitement (imbibition, scarification et désinfection) et de facteurs externes tels que la température et la lumière.
Ainsi, lřobjectif de ce travail est de mettre en place un protocole optimal permettant une bonne germination des graines des 3 espèces végétales, après avoir testé leur viabilité à lřissue dřune période de conservation. Il sřest agit plus spécifiquement, de déterminer dřabord le taux de viabilité des graines puis la meilleure procédure de scarification et de désinfection.
Ensuite, différents paramètres environnementaux comme la température et des conditions dřéclairement, ont été évalués pour définir leur impact sur la germination des différents types de semences dřAnnonacées.
Résultats
Les critères et les paramètres de germination définis par Evenari (1957), Timson (1965) et Côme (1968) ont été utilisés pour exprimer les résultats des essais de germination.
Test de viabilité des graines
Les résultats du test au chlorure de Tétrazolium à 1 % sur la viabilité des graines montrent que 100% des graines testées d’Annona squamosa et d’A. muricatasont viables. En effet, toutes les graines testées appartiennent au groupe 1 du tableau de Moore pour Annona squamosaet A. muricata (Figure 2). On observe une coloration rouge violacée uniforme de lřembryon et de la radicule (Planche 8). Donc, toutes les graines sont susceptibles de germer si elles sont placées dans des conditions favorables. Pour A. senegalensis (Figure 2), 15% appartiennent au groupe 1 ; 60% au groupe 2. Ces graines qui représentent 75 % de notre échantillonnage ont donc une haute probabilité de germination. 5% des graines testées ont une moitié de leur cotylédon non colorée ; ces graines appartiennent au groupe 3. Parmi les lots de graines dřA. senegalensis, 20% dřentre elles présentent une radicule non colorée. Elles appartiennent au groupe 4 de Moore et ne pourront donc pas germer.
Il est donc apparu que le matériel végétal utilisé présentait une haute faculté de germination quelle que soit lřespèce considérée.
Influence de la scarification chimique
Le prétraitement à lřacide sulfurique concentré a un effet très bénéfique (Planche 9), à la fois sur la désinfestation et la germination (Figures 4) des semences des 3 espèces (Tableau 4). En effet, chez A. squamosa, le taux de germination (F=198,76 ; p≤0,001) qui équivaut à 9% pour le lot de graines témoins après 20 jours dřincubation augmente à 70% après 12 jours lorsque les graines ont été scarifiées à lřacide sulfurique pendant 60 min. Cette valeur nřest pas significativement différente des valeurs obtenues à T55min (67% après 13 jours) et T50 min (69% aprés15 jours) de prétraitement. Le temps de latence a aussi été réduit passant de 10 jours pour le lot témoin à 4 jours aux temps de traitement de T50 min, T55 min et T60 min (Figure 7). En ce qui concerne le taux moyen dřinfection (F=211,57 ; p≤0,001), il est de 100% pour le témoin, il diminue avec le temps de traitement. Lřeffet du traitement à lřacide sulfurique commence à être significatif à T20min, avec un taux dřinfection de 78%. Avec 55 min de prétraitement, le taux dřinfection nřest que de 3%, celui-ci est très proche de celui obtenue à T60min à savoir 2%. Chez A. muricata etA. senegalensis (Tableau 4),le même effet significatif de lřacide sur lřinfection et la germination est noté. Pour les semences dřA. muricata (Tableau 4), une diminution importante du taux moyen dřinfection (F= 407,66 ; p≤0,001) qui est de 6% à T50min et de 1% à T55min sřaccompagne dřune augmentation significative du taux de germination (F= 160,55 ; p≤0,001) avec le temps de traitement. Il en est de même pour le temps de latence qui diminue avec le temps de traitement et il en est de même pour le temps mis pour atteindre le taux maximum de germination. Le temps de latence est de 12 jours et 15 jours pour les graines des lots témoins dřA. muricata et A. senegalensis alors quřil est de 4 jours à T55min et T60min pour les graines traitées les 2 espèces (Figure 4).
Aucune graine parmi celles traitées au H2SO4 concentré pour une durée de 60 min nřa été infectée. Soixante cinq pour cent (65%) dřentre elles ont germé avec un temps de mise en culture de 10 jours chez A. muricata et de 12 jours chez A. senegalensis. Cette même proportion de graines germées est obtenue avec un temps de traitement de 55 min. Chez A. senegalensis (Tableau 4), les plus faibles pourcentages de graines infectées sont obtenus à 55 min (1%) et à 60 min (2%). Le meilleur taux de germination est obtenu à 50 min avec 59% après 13 jours dřincubation. Cette valeur nřest pas significativement différente de celles obtenues à 55 min avec 57% et à 60 min avec 58%. Donc pour cette espèce, nous avons également constaté un double effet bénéfique du prétraitement à lřacide sulfurique concentré à la fois sur lřinfection (F=219,12 ; p≤0,001) et sur la germination (F=98,96 ; p≤0,001) des graines. La scarification chimique, tout comme celle mécanique, diminue le temps de latence et le temps mis à germer pour toutes les graines des 3 espèces (Figure 4).
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Table des matières
INTRODUCTION GENERALE
Chapitre I : Synthèse bibliographique
A. Présentation des espèces
1. Origine, écologie et répartition géographique
1.1. Origine
1.2. Ecologie
1.2.1. Physiographie et climat
1.2.2. Sols
1.2.3. Phénologie
1.3. Répartition géographique
2. Taxonomie et caractéristiques botaniques
2.1. Taxonomie
2.2. Synonymie
2.2.1 Synonymes latins
2.2.2. Noms communs
2.2.3. Noms vernaculaires
3. Caractéristiques botaniques
3.1. Tiges et rameaux
3.2. Système racinaire
3.3. Feuilles
3.4. Fleurs
3.5. Fruits
4. Biologie de la reproduction
5. Méthodes de propagation et gestion des arbres
5.1. Méthodes de propagation
5.1.1. Propagation sexuée
5.1.2. Propagation végétative
5.2. Gestion des arbres
6. Intérêts socio Ŕ économiques
6.1. Utilisations alimentaires et exploitations industrielles
6.2. Propriétés pharmacologiques et chimiques
B. Généralites sur la germination
1. Germination
2. Influence de facteurs externes sur la germination
2.1. Eau
2.2. Oxygène
2.3. Température
2.4. Lumière
3. Inaptitudes à la germination
3.1. Inhibitions ou dormances tégumentaires
3.2. Dormance embryonnaire
3.4. Méthodes de levée des dormances
C. La multiplication végétative in vitro
1. Définition et Historique
2. Etablissement de la culture aseptique
2.1. Désinfection
2.2. Milieux de culture
2.2.1. Milieu minéral
2.2.2. Composés organiques
2.2.2.1. Sucres
2.2.2.2. Vitamines
2.2.2.3. Acides aminés
2.2.3. Régulateurs de croissance
2.2.3.1. Auxines
2.2.3.2. Cytokinines
2.2.4. Mode dřaction et corrélations hormonales
2.2.4.1. Modedřaction
2.2.4.2. Corrélations hormonales
2.2.5. Consistance du milieu de culture
3. Micropropagation ou clonage in vitro
4. Enracinement
5. Acclimatation
Chapitre II : Etude des capacites germinatives, en conditions axeniques, de 3 espèces d’Annonacées (Annona senegalensispers., A. muricataL. et A. squamosa L.)
Introduction
I. Matériel et méthodes
1. Matériel végétal
2. Méthodes
2.1. Test de viabilité des graines
2.2. Scarification mécanique
2.3. Scarification chimique
2.4. Influence de la température
2.5. Influence de la photosensibilité
2.6. Milieu de culture et germination in vitro
3. Analyse statistique des résultats
II. Resultats
1. Test de viabilité des graines
2.Influence de la scarification mécanique
3.Influence de la scarification chimique
4. Influence de la température
5. Influence de la photopériode
III. Discussion
IV. Conclusion partielle
Chapitre III : Multiplication vegetative invitro, à partirde materiel juvenile, de 3 especes d’Annonacées (Annona senegalensis Pers., A. muricata L. et A. squamosaL.)
Introduction
I. matériel et méthodes
1. Matériel végétal
2. Méthodes
2.1. Milieux de culture
2.2. Dispositif expérimental
2. 3. Enracinement
2.4. Acclimatation
2.5. Analyse statistique des résultats
II. Resultats
1. Micropropagation
1.1. Effet de la BAP (1 ; 2 et 5 mg.L -1 ) et de la KIN (1 ; 2 et 5 mg.L -1)sur la morphogenèse
1.1.1. A. muricata
1.1.2. A. senegalensis
1.1.3. A. squamosa
1.2. Effet de lřANA (0,1 ; 0,2 et 0,5 mg.L-1) sur la morphogenèse
1.2. 1. A. muricata
1.2. 2. A. senegalensis
1.2. 3. A. squamosa
2. Enracinement : Effet de lřinduction à lřAIB pendant 1, 3 et 5 jours
2.1. A. muricata
2.2. A. senegalensis
2.3. A. squamosa
3. Acclimatation
III. Discussion
1. Micropropagation
2. Enracinement
3. Acclimatation
IV. Conclusion partielle
Chapitre IV : Multiplication végétative in vitro à partir de materiel d’origine adulte de 3 especes d’Annonacées (Annona senegalensisPers., A. muricata L. et A. squamosa L.)
Introduction
I. Matériel et méthodes
1. Micropropagation
1.1. Matériel végétal
1.2. Mise en place de la culture aseptique
1.2.1. Procédure de désinfection
1.2.2. Milieux de cultures
1.2.3 Régulateurs de croissance
1.2.4. Dispositif expérimental
2. Enracinement
3. Acclimatation
II. Résultats
1. Micropropagation
1.1. Taux dřinfection
1.2. Milieux de culture
1.3. Influence des régulateurs de croissance employés seuls ou en combinaison
1.3.1. Influence de la BAP utilisée seule à différentes concentrations
1.3.1.1. A. muricata
1.3.1.2. A. senegalensis
1.3.1.3. A. squamosa
1.3.2. Influence de la kinétine utilisée seule à différentes concentrations
1.3.2.1. A. muricata
1.3.2.2. A. senegalensis
1.3.2.3. A. squamosa
1.3.3. Influence de la combinaison de la BAP et la kinétine
1.3.3.1. A. muricata
1.3.3.2. A. senegalensis
1.3.3.3. A. squamosa
1.3.4. Influence de la combinaison de la BAP et lřANA
1.3.4.1. A. muricata
1.3.4.2. A. senegalensis
1.3.4.3. A. squamosa
2. Enracinement
2.1. A. muricata
2.2. A. senegalensis
2.3. A. squamosa
3. Acclimatation
III. Discussion
1. Désinfection
2. Micropropagation
3. Enracinement
4. Acclimatation
IV. Conclusion partielle
CONCLUSION GENERALE & PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
