Soutenance mémoire
Morphologie et anatomie d’une crevette
Les crevettes sont des Crustacés Décapodes caractérisés par la présence de nombreux appendices articulés, d’un exosquelette segmenté chitineux, de deux paires d’antennes, et d’yeux composés. Le corps est constitué d’un céphalothorax qui unit la tête avec le thorax et un abdomen composé de six segments. Au cours de l’évolution, les segments et certaines parties du corps se sont spécialisés: Les appendices prenant part à la respiration, la nage, la reptation, l’alimentation, se sont fortement modifiés pour devenir mâchoires, organes reproducteurs ou autres, quand ils n’ont pas régressé ou disparu.
La crevette possède une «carapace» ou exosquelette qui part de la tête et recouvre la plus grande partie du corps, voire le corps entier. La tête porte deux paires d’organes sensoriels (antennes et mandibules), derrière lesquelles se trouvent deux paires de pièces buccales (maxilles). Elle comprend également une paire d’yeux composés et le céphalothorax qui porte des appendices servant à la locomotion et à la respiration. Ces derniers, appelés branchies, sont protégés par la carapace. D’autres appendices forment des pinces tandis que ceux situés sur l’abdomen servent à la locomotion ou à la respiration, mais sont souvent de taille réduite. La portion caudale, le telson, est parfois sert à la nage (Fig. 2A).
La cavité principale du corps fait partie du système circulatoire dans lequel le sang est pompé par un cœur dorsal. L’intestin est un tube droit souvent pourvu d’un moulin gastrique, comparable à un gésier servant à broyer les aliments, et d’une paire de glandes digestives qui sécrètent des sucs et absorbent les nutriments. Des structures comparables aux reins des Vertébrés sont situées près des antennes. Le système nerveux est composé de ganglions cérébraux, à proximité des organes des sens, d’une chaîne ganglionnaire et de nerfs situés sous l’intestin dans la partie ventrale (Fig. 2B).
Cycle de vie et datation
P. adspersus effectue des migrations saisonnières dues aux régimes hydrologiques et à la reproduction. La population évolue dans le bas estuaire en période de crue [Décembre – Avril], puis dès l’amorce de l’étiage [Mai – Juin], elle se déplace vers le haut estuaire. Pendant la période de la reproduction, les femelles effectuent une migration vers l’aval. Ces dernières portent leurs œufs attachés en grappe entre leurs pléopodes où ils incubent durant plusieurs semaines. Les larves naissent directement au stade dit Zoé1, suivi de cinq à sept stades Zoé (Fincham & Figueras 1986), puis un stade post-larve au vingtième jour (Fincham & Williamson 1978). Enfin, les juvéniles issus de ces pontes investissent en été et en automne la zone moyenne de l’estuaire .
Chez les Crustacés Décapodes le cycle de mue est subdivisé en quatre stades essentiels selon la nomenclature de Drach & Tchernigovtzeff (1967) et Cognie (1970): Deux stades en postmue A et B, un stade intermue C, le stade prémue D, lui même subdivisé en D0-D1; D2-D3. Enfin, le stade E correspond à l’exuviation de l’animal avec le rejet de l’ancienne cuticule se produisant uniquement dans la nuit.
La méthode de datation utilisée est celle de Robertson et al. (1987), elle est simple, rapide et efficace. Cette technique est basée sur l’étude de la morphogénèse des sois au niveau des appendices fins. Elle consiste à prélever un organe de référence: l’extrémité de l’uropode qui sera placé entre une lame et une lamelle dans de l’eau de mer et observé à l’aide d’un microscope binoculaire photonique (Wild).
Présentation du site d’échantillonnage
La lagune El-Mellah appartient au complexe des zones humides du Parc National d’ElKala (PNEK) (Nord-Est Algérien), avec les lacs Oubéïra et Tonga. Créé en 1983, ce parc est classé comme réserve de la biosphère en 1990 et comme catégorie II (parc national) selon la classification de l’UICN (Union Internationale pour la Conservation de la Nature). Elle est considérée comme l’unique lagune du pays et est classée en 5ème position par rapport aux 14 lagunes Nord-Africaines (Baba Ahmed, 2008). La lagune se situe à l’extrême Nord-Est de la côte Algérienne (9,5 km à l’ouest de la ville d’El-Kala et 48,75 km à l’est de la ville d’Annaba), en bordure de la méditerranée entre le cap rosa et le cap roux (Fig. 5). De forme ovalaire, elle s’étend du Nord au Sud sur 4 km et d’Est en Ouest sur 2 km (Messerer et al., 1999), couvrant ainsi une superficie de 865 hectares qui communique avec la mer par un chenal d’environ 870 m de longueur et 15 m de largeur (ONDPA, 2005) et reçoit les eaux douces des oueds Mellah et Bouaroug au sud et R’kibet à l’ouest (Derbal et al., 2005). Ses coordonnées géographiques au centre sont de 36° 53′ 565 Nord – 8° 19’ 560 Est et la profondeur maximale est de 6,40 m. La lagune est un plan d’eau saumâtre dont la température et la salinité varient de 1,40 à 30,50°C et de 15,90 à 37,10 psu, respectivement (Draredja et al., 2012).
La lagune du Mellah est un écosystème d’une richesse considérable, car il dispose de 199 espèces de phytoplancton (Rétima, 1999) et 47 espèces du zooplancton (Haridi, 1999). Les Crustacés Copépodes sont les mieux représentés avec 28 espèces appartenant à 14 genres. La macrofaune benthique est composée de 44 espèces (Polychètes, Mollusques, Crustacés et poissons) (Draredja et Kara, 2004 ; Melouah et al., 2014; Mebarki et al., 2015). De plus, 38 espèces de Poissons Téléostéens sont recensées, dont 71% sont des migrateurs marins. Les espèces sédentaires représentent 23,7% de la richesse ichtyologique totale du milieu (Chaoui et al.,2005; Chaoui et al., 2006; Derbal et al., 2005; Laouira et al., 2010, Hamdi, 2011).
Stratégie d’échantillonnage et élevage
Les crevettes sont pêchées dans la lagune El-Mellah par une méthode de tractage à l’aide d’un filet appelé la senne ou (seine), dont les mailles sont régulières et de forme rectangulaire (la maille de 4 mm et la longueur environ 8 m). La bordure supérieure est garnie de flotteurs tandis que la partie inférieure est lestée et plombée. Le filet possède des anneaux dans lesquels passe un filin de chaque côté, et une poche de 1,60 m (Fig. 7). Son orientation est conduite par deux personnes à une profondeur qui varie de 0,5 à 1 m puis traîné afin de tirer les crevettes.
Pour le dosage des biomarqueurs: les crevettes sont collectées au niveau de trois sites de la lagune El-Mellah (Fig 8).
● Le site 1: se localise dans la zone d’étranglement du chenal qui débouche sur la méditerranée (36°54’ N, 008°18’E): Point d’arrivée du chenal dans la lagune, sous influence des eaux marines avec une profondeur de 2,80 m.
● Le site 2: où se déverse Oued El-Mellah au Sud de la lagune (36°52′ N, 008°19′ E), à proximité du village Boumalek avec une profondeur de 1 mètre.
● Le site 3: où se déverse Oued R’kibet à l’Ouest de la lagune (36°54′ N, 008°18′ E) avec une profondeur d’un mètre.
Les crevettes sont disséquées puis un fragment de la chair et la tête, sont prélevés et placés dans les solutions appropriées pour le dosage de la GST et l’acétylcholinestérase, respectivement.
Pour la réalisation de l’élevage au laboratoire: les crevettes sont pêchées au niveau du site le moins pollué (le chenal), puis elles sont transportées dans un bac en plastique d’une contenance de 25 L d’eau de mer. L’aération des échantillons est assurée par une pompe à air (BOYU® D-200) jusqu’à l’arrivé au laboratoire. Les crevettes capturées sont transférées dans des aquariums d’une capacité de 80 litres, constitués d’une fine couche de sable fin de 4 cm d’épaisseur. Le milieu d’élevage est éclairé de lumière artificielle blanche (1000 lux) avec une photophase 14h/10h (lumière/obscurité). La salinité est proche de celle de l’eau de mer 37 ‰ et la température est comprise entre 22 et 27°C. L’eau doit être propre et continuellement oxygénée par des pompes à air (Rena 301: 2204, 651/mn). La filtration est assurée par des filtres à eau ayant un débit de 180 1/h (Rena 225) (Fig. 9).
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Table des matières
1. Introduction
2. Matériel et méthodes
2.1. Présentation de l’espèce : Palaemon adspersus
2.1.1. Morphologie et anatomie d’une crevette
2.1.2. Cycle de vie et datation
2.2. Présentation du site d’échantillonnage
2.3. Stratégie d’échantillonnage et élevage
2.4. Dosage des biomarqueurs
2.4.1. Dosage de la glutathion S-transférase
2.4.2. Dosage de l’acétylcholinestérase
2.4.3. Dosage des protéines
2.5. Insecticide et traitement
2.6. Prélèvement des échantillons
2.7. Le dosage enzymo-immunologique des ecdystéroïdes
2.8. Détermination de la composition biochimique de la cuticule
2.9. Dosage de la chitine
2.10. Technique histologique
2.11. Analyse statistiques
3. Résultats
3.1. Détermination de l’activité enzymatique chez P. adspersus
3.1.1. Activité spécifique de la glutathion S-transférase
3.1.2. Activité spécifique de l’acétylcholinestérase
3.2. Impact du novaluron sur la crevette Palaemon adspersus
3.2.1. Effet du novaluron sur les ecdystéroïdes
3.2.2. Effet du Novaluron sur la composition biochimique des cuticules
3.3.2.1. Effet sur le poids des cuticules
3.3.2.2. Effet du novaluron sur le contenu et le taux de la chitine
3.3.2.3. Effet sur les protéines cuticulaire
3.3.2.4. Effet sur le taux des sels calciques
3.2.3. Effet du novaluron sur la sécrétion cuticulaire
4. Discussion
4.1. Détermination de l’activité enzymatique chez P. adspersus
4.1.1. Activité spécifique de la glutathion-S-transférase
4.1.2. Activité spécifique de l’acétylcholinestérase
4.2. Effet du novaluron sur la crevette Palaemon adspersus
4.2.1. Effet du novaluron sur les ecdystéroïdes hémolymphatiques
4.2.2. Effet du Novaluron sur la composition biochimique des cuticules
3.3.2.1. Effet sur le poids des cuticules
3.3.2.2. Effet du novaluron sur le contenu et le taux de la chitine
3.3.2.3. Effet sur les protéines cuticulaire
3.3.2.4. Effet sur le taux des sels calciques
4.2.3. Effet du novaluron sur la sécrétion cuticulaire
5. Conclusion et perspectives
6. Résumés
