Modèles de mouvement cellulaire par contact avec un substrat

Modèles de mouvement cellulaire par contact avec un substrat

L’étude du mouvement cellulaire par contact avec un substrat est une des thématiques importantes de la biologie depuis le XIXème siècle (pour une perspective historique, voir notamment [Fukui, 1993] ou [Grebecki, 1994]) ; nous allons décrire dans cette section quelques modèles parmi les principaux qui ont été développés pour expliquer comment les cellules créent et utilisent des forces permettant un mouvement.

Modèle de motilité par tension de surface

Cette théorie de la motilité, l’une des plus anciennes puisqu’on en trouve déjà trace au XIXème siècle, est surtout connue via les travaux de Carter ([Carter, 1967]). Selon ce modèle, ce sont des effets de tension de surface qui provoquent la motilité cellulaire : ainsi, si l’on considère une surface pourvue d’un gradient d’adhésion, le bord cellulaire situé du côté le plus adhésif sera soumis à la tension d’étalement la plus forte, ce qui permettra à la cellule d’avancer de façon « passive », sans nécessiter de forces intracellulaire. Mais ceci ne suffit pas en soi pour expliquer le mouvement cellulaire sur une surface uniforme : pour ce faire, Carter ajoute la notion que la surface est modifiée au contact de la cellule, par exemple par simple adsorption locale de protéines cellulaires sécrétées ; alors, si l’adhésion est plus grande sur les surfaces non adsorbées, un mouvement cellulaire est capable de se perpétuer. Carter introduit également le fait que l’adsorption protéique serait transitoire, ce qui lui permet de proposer des explications pour des mouvements protrusifs circulaires, ou pour des phénomènes de « ruffling ».

Certaines expériences de physico-chimie ont montré que des gouttes, déposées sur un substrat solide en environnement gazeux, pouvaient acquérir un mouvement spontané dû à des propriétés d’hysteresis de mouillage entre l’avant et l’arrière (exemple des gouttes filantes, voir notamment [Dos Santos and Ondarcuhu, 1995]). Pour ce qui concerne des processus en environnement aqueux, une application in vitro a démontré que des vésicules chargées déposées sur une membrane de polarité opposée pouvaient bouger sur cette membrane par un phénomène de gradient de charge ([Solon et al., 2006]), ce qui constitue  une validation expérimentale de la faisabilité thermodynamique du processus proposé par Carter ; mais à ce jour, il n’y a aucune évidence expérimentale que ce processus de tension de surface joue un rôle quelconque dans la motilité cellulaire, et l’on attribue désormais à des composés internes à la cellule le rôle de production des forces motrices permettant la motilité ; l’adhésion ne joue alors qu’un rôle via la stabilisation des protrusions ou la transmission de forces (cf. section I.B.3).

Modèle de flux membranaire
Le modèle de motilité par flux membranaire est défendu principalement par Bretscher depuis les années 1980 ([Bretscher, 1984]). Le principe de ce modèle est décrit figure I.1 : l’exocytose membranaire est localisée à l’avant de la cellule, tandis que l’endocytose se produit sur tout le pourtour cellulaire ; le résultat est un flux lipidique en provenance de la protrusion frontale, auquel Bretscher attribue un rôle moteur pour permettre le mouvement cellulaire.

Cependant, un certain nombre d’expériences sont venues invalider ce modèle en ce qui concerne la migration de kératocytes ([Kucik et al., 1990]), de leucocytes, ou chez Dictyostelium ([Traynor and Kay, 2007]) ; mais la question est semble-t’il toujours en débat pour ce qui concerne les fibroblastes ([Bretscher, 2008]).

Modèles impliquant la contraction corticale pour permettre la rétraction

J’englobe ici dans une même catégorie tous les autres modèles, car ceux-ci présentent pour caractéristique commune d’attribuer la rétraction et le mouvement du corps cellulaire principal à la contraction corticale ; hormis le modèle I.A.3.a qui place la contraction à l’avant, les autres modèles considèrent une contraction globale ou localisée à l’arrière de la cellule. Si dans ces modèles la contraction permet la rétraction de l’arrière de la cellule, ceci ne présage pas du mécanisme permettant la protrusion de l’avant de la cellule : c’est donc essentiellement sur ce point que se font les différences, selon le mécanisme et la nature de la force qui permettent l’initiation et le développement des protrusions : les forces protrusives peuvent être de nature osmotique , hydrostatiques , ou produites par polymérisation du gel d’actine .

Modèle de contraction de la zone frontale et de cytoplasme viscoélastique

Ce modèle développé par Allen ([Allen, 1961]), est basé sur la contractilité de la zone frontale de l’endoplasme. Un argument essentiel qu’il invoque en faveur de ce concept, par rapport aux autres théories de l’époque, est qu’il permet de colocaliser la zone de contrôle du mouvement, et la zone où l’avancée de la cellule se produit. Allen postule ainsi que la rétraction de la zone caudale de la cellule est un processus passif, et que c’est la contraction de la zone frontale de l’endoplasme qui entraîne la motilité ; le cytoplasme est ici considéré comme un milieu viscoélastique, qui permet donc la transmission de la force (produite à l’avant de la cellule) vers l’arrière pour en permettre la rétraction . Les auteurs n’abordent pas directement la question de la nature exacte de la force permettant le mouvement de la membrane à l’avant de la cellule : il semble qu’il s’agisse d’une pression hydrostatique résiduelle, mais ce point n’est pas décrit en détails.

Ce modèle, a priori assez spécifique à Amoeba Proteus, a connu un regain d’intérêt au tournant des années 90, avec l’observation de la présence de certaines myosines (comme la myosine I) dans les pseudopodes ([Condeelis, 1992]) ; cependant, on attribue aujourd’hui à ces myosines non-conventionnelles un rôle dans le transport actif des molécules nécessaires au front de protrusion, plutôt qu’à la production d’une force protrusive ([Bailly and Condeelis, 2002]).

Modèle de rétraction par contraction et de protrusion par forces osmotiques 

Dans ce type de modèle, la force qui permet l’expansion des protrusions est attribuée à une pression osmotique : celle-ci se décline sous deux formes, d’une part la pression osmotique membranaire due à des flux de solvant à travers une membrane semi-perméable, d’autre part la pression liée à la solation d’un gel ([Oster, 1988]). Le « gonflement » osmotique d’un gel dense (en l’occurence ici, l’actine) peut se produire si le gel est capable de s’imbiber d’eau ([Bray, 2001]), ce à quoi s’opposent les liaisons entre polymères ; la rupture des liaisons entre filaments, ou la dissociation des filaments eux-mêmes (par exemple par la gelsoline), pourrait alors provoquer un gonflement du gel à même d’entraîner l’extension d’un pseudopode.

Dans le détail, plusieurs modèles ont été proposés, avec selon les cas un cytoplasme considéré comme visqueux ([Herant et al., 2003]), ou poroélastique ([Mitchison et al., 2008]). Cependant, hormis le cas particulier de la réaction acrosomiale lors de la fécondation (voir notamment [Tilney and Inoue, 1985] pour les spermatozoïdes de Thyone), les preuves expérimentales en faveur d’un rôle de la pression osmotique dans la génération de protrusions restent à ce jour spéculatives ([Herant et al., 2003], [Verkman, 2005], [Mitchison et al., 2008]).

Modèle de rétraction par contraction et de protrusion par polymérisation d’actine
A partir des années 80, l’étude du mouvement de parasites bactériens intracellulaires, comme Listeria ([Tilney and Portnoy, 1989], et voir la figure I.4), a conduit à l’idée que la polymérisation d’un gel (en l’occurence l’actine) pouvait créer des forces capable d’entraîner le mouvement cellulaire ([Theriot et al., 1992]) ; cette hypothèse s’est vue confirmée par des expériences de reconstitution de motilité in vitro à partir de protéines purifiées, qui ont permis d’exclure définitivement un rôle des moteurs moléculaires de type myosine dans ce phénomène ([Loisel et al., 1999]).

Le modèle complet à l’échelle d’une cellule, dont les bases ont été posées dans les années 1970 par Michael Abercrombie, décrit la motilité comme résultant d’un cycle de protrusion par polymérisation / contraction ([Bailly and Condeelis, 2002], ) :
1. la cellule se polarise, soit en réponse à un signal externe, soit spontanément par brisure de symétrie.
2. une protrusion se développe à l’avant de la cellule (différents types de protrusions sont possibles selon l’organisation du cytosquelette et les propriétés géométriques et mécaniques du substrat : lamellipode plat sur un substrat bidimensionnel rigide, filopodes, pseudopode tri-dimensionnel).
3. cette protrusion adhère au substrat.
4. l’ensemble du cortex est mis sous tension par contraction.
5. différentes options sont alors possibles :
• si le résultat de la contraction est le détachement des points d’adhésion à l’arrière de la cellule, le cycle permet la motilité cellulaire, c’est le cas qui nous intéresse ici.
• en l’absence de détachement de l’arrière de la cellule, les forces produites peuvent permettre soit un remodelage de la matrice extracellulaire, soit des processus morphogénétiques via les forces appliquées sur les cellules voisines.

Ce modèle de motilité est certainement celui qui a connu le plus de développements à ce jour, notamment via l’étude des kératocytes (cf. figure I.6) qui en constituent un modèle d’étude cellulaire privilégié en raison de leur motilité très stéréotypée (forme stationnaire, vitesse constante, géométrie de la protrusion frontale réductible à une modélisation 2D voire 1D) ([Mogilner and Edelstein-Keshet, 2002]) : nous reviendrons plus en détails sur les mécanismes permettant le développement d’une protrusion de type lamellipode en section I.B.1.c. Cependant, pour des cellules dotées d’un mouvement moins stéréotypé que les kératocytes (par exemple des fibroblastes ou des neutrophiles), une compréhension détaillée et une modélisation fine s’annoncent beaucoup plus ardue : entre autre par la variabilité temporelle des formes cellulaires, avec très probablement une hysteresis significative, à la différence des kératocytes dont la forme est stationnaire ([Keren et al., 2008]).

La question de savoir dans quelle mesure le modèle de la motilité des kératocytes in vitro peut être étendu à la motilité générale in vivo est à ce jour toujours ouverte : il est clair que la motilité in vivo est plus complexe que le modèle réductionniste du kératocyte, notamment en raison des propriétés géométriques, mécaniques et biochimiques des substrats ; cependant il y a de nombreuses évidences indiquant que les molécules et les réseaux biochimiques impliqués dans la motilité in vitro des kératocytes le sont également dans la motilité in vivo, et en ce sens la compréhension détaillée des processus de motilité à l’oeuvre pour les kératocytes est une étape utile, si ce n’est nécessaire ([Bailly and Condeelis, 2002]).

Modèles de rétraction par contraction et de protrusion par pression hydrostatique
Ces modèles considèrent que c’est le cytosquelette qui, par contractilité, crée une pression hydrostatique, dont la relaxation permet l’avancée des protrusions; ainsi, dans ces modèles, à la différence du modèle de polymérisation d’actine , la force contractile à l’oeuvre pour pousser le corps cellulaire agit également pour générer et développer la protrusion frontale. Selon les cas, la contraction est considée comme globale, ou localisée à l’arrière de la cellule ; les différences se situent au niveau de la façon dont les protrusions sont initiées, c’est ce que nous allons discuter dans la suite de cette section.

Le modèle du « gradient de pression » a été initialement introduit par [Mast, 1926], dans le contexte de la motilité amiboïde ; l’idée générale de ce modèle est que la contraction, dans la zone caudale de la cellule, du « cylindre ectoplasmique », crée un gradient de pression, lequel va entraîner un flux hydrodynamique permettant la progression de la cellule. Historiquement, ce modèle a été contesté par les défenseurs du modèle de contraction de la zone frontale (décrit précédemment section I.A.3.a), qui pour des raison conceptuelles préféraient colocaliser la région de progression avec la région productrice de forces, afin de simplifier la régulation du mécanisme. Le modèle de couplage solation-contraction a lui été utilisé pour décrire au moins partiellement la relation entre structure cytoplasmique et production des forces au cours du mouvement amiboïde ([Janson et al., 1991]). Le principe du modèle est que le couplage solation-contraction, processus auto-destructif, permet non seulement de maximiser la contraction à l’arrière, mais aussi de créer l’endoplasme qui est poussé en avant par une pression hydrostatique positive : ainsi le cortex se reforme à l’avant au fur et à mesure de la progression (modèle illustré par la figure I.8). Ce modèle considère a priori un cytosquelette épais (quelques centaines de microns), et s’applique donc essentiellement à des cellules de grande taille comme Amoeba proteus.

Le modèle de la « contraction corticale généralisée » (ie. contractilité sur tout le pourtour cellulaire, et non seulement à l’arrière comme dans le modèle de contraction caudale) est lui présenté par [Grebecki, 1981] ; à l’époque, les auteurs avaient remarqué un comportement photophobe de l’amibe Amoeba proteus, et ils ont donc utilisé des stimuli lumineux locaux : l’avantage de cette technique était, pour l’époque, un contrôle en intensité bien meilleur que ce qui était possible avec des stimuli mécaniques, ainsi qu’une maîtrise de la localisation et de la durée d’application très nettement supérieure à des stimuli chimiques. La conclusion de [Grebecki, 1981] est que le mouvement des amibes dépend pour sa fonction motrice de l’activité contractile du cortex cellulaire entier, qui provoque une surpression intracellulaire relaxée par la progression de protrusions, et pour ses fonctions de contrôle et de guidage de l’ouverture ou de la fermeture de brèches dans l’enveloppe corticale, lesquelles deviennent des fronts de progression. Cependant, au tournant des années 90, la contribution des forces contractiles se voit reléguée à un rôle secondaire d’« ajustement fin » de la polarité cellulaire et de la motilité ([Condeelis,  1992]), suite à diverses expériences d’inhibition de la contractilité chez Dictyostelium (par inactivation de la myosine II) ; en effet les cellules ainsi traitées voient leur motilité réduite, mais elles continuent à générer des pseudopodes, ce qui conduit à l’époque à privilégier les modèles de motilité par polymérisation d’actine. Cependant, les modèles de protrusion par pression hydrostatique vont connaître un regain d’intérêt via l’observation de protrusions, dites « blebs », dont le processus de formation indique clairement que leur développement n’est pas dû à des forces produites par la polymérisation d’actine : en effet, ces protrusions présentent au début de leur développement une membrane nue, sans cortex. Deux types différents de blebs ont été décrits ([Keller et al., 2002]), selon que leur formation résulte d’une disparition locale du cortex, ou d’un détachement de la membrane par rapport au cytosquelette ; nous aborderons ces points plus en détails dans la section I.B.2.c.

Table des matières

I Introduction
I.A Modèles de mouvement cellulaire par contact avec un substrat
I.A.1 Modèle de motilité par tension de surface
I.A.2 Modèle de flux membranaire
I.A.3 Modèles impliquant la contraction corticale pour permettre la rétraction
I.A.3.a Modèle de contraction de la zone frontale et de cytoplasme viscoélastique
I.A.3.b Modèle de rétraction par contraction et de protrusion par forces osmotiques
I.A.3.c Modèle de rétraction par contraction et de protrusion par polymérisation d’actine
I.A.3.d Modèles de rétraction par contraction et de protrusion par pression hydrostatique
I.B Bases moléculaires des forces impliquées dans la motilité
I.B.1 Développement de forces protrusives par polymérisation du gel d’actine
I.B.1.a Biochimie de l’actine
I.B.1.b Modèles expliquant comment le processus de polymérisation peut créer une force
I.B.1.c Modèle canonique de protrusion par polymérisation sur substrat 2D rigide
I.B.2 Contractilité et forces de pression
I.B.2.a Contractilité du cytosquelette : rôle des myosines
I.B.2.b Lien à la membrane et application de forces de pression
I.B.2.c Protrusion « modèle » par pression hydrostatique : le phénomène de « blebbing »
I.B.3 Adhésion à l’environnement
I.B.3.a Les molécules de l’adhésion cellulaire
I.B.3.b Dépendance des mécanismes protrusifs vis à vis du substrat
I.C Entamoeba histolytica, un modèle de migration amiboïde
I.C.1 Motivations de l’étude
I.C.2 Biologie d’E. histolytica
I.C.3 Problématique et questions posées
II Vers un modèle de la motilité cellulaire d’Entamoeba histolytica
II.A Dispositif expérimental
II.B Quel est le rôle du substrat ?
II.B.1 Le substrat est-il nécessaire à la mécanique de génération des protrusions ?
II.B.2 Effets de variation des propriétés du substrat
II.B.2.a Variation des propriétés hydrophiles du substrat
II.B.2.b Interactions électrostatiques
II.B.2.c Interactions spécifiques
II.B.3 Visualisation des adhésions
II.B.4 Conclusions
II.C Caractérisation globale de la migration
II.C.1 Relation entre dynamique protrusive et allure du déplacement quadratique moyen aux temps courts
II.C.1.a Allure théorique du déplacement quadratique moyen pour une marche aléatoire
II.C.1.b Comparaison entre déplacement quadratique moyen théorique et mesures antérieures
II.C.1.c Hypothèse : dynamique « explosive »
II.C.1.d Dynamique du centre de masse
II.C.1.e Déplacement quadratique moyen aux temps courts
II.C.1.f Conclusions
II.C.2 Détection des événements protrusifs et statistiques associées
II.C.2.a Déplacement quadratique moyen aux temps longs
II.C.2.b Décorrélation directionnelle
II.C.2.c Variation d’aire au cours du temps : corrélation avec l’extension de protrusions, et mesure de durée du cycle protrusif
II.C.2.d Carte des déplacements locaux de la cellule
II.D Détails des protrusions individuelles
II.D.1 Mesure des vitesses d’avancée de front
II.D.2 Mesure de la courbure locale des protrusions
II.D.3 Mouvement des organelles cytosoliques
II.D.4 Détails du développement d’une protrusion
II.D.5 Conclusions
II.E Dynamique du cytosquelette lors de l’expansion des protrusions
II.E.1 Essais divers de visualisation du cytosquelette
II.E.1.a Fixation chimique
II.E.1.b Cryo-microscopie à haute pression
II.E.1.c Actine GFP
II.E.1.d Marquage phalloïdine
II.E.1.e Tests de microinjection de peptide LifeAct
II.E.1.f Principe du plasmide LifeAct GFP
II.E.2 Résultats
II.E.2.a L’élément initiateur de la protrusion est un détachement de la membrane
II.E.2.b Quantification
II.F Modèle
II.F.1 Ce que le modèle devra pouvoir expliquer
II.F.2 Modélisation des propriétés mécaniques de la cellule
II.F.2.a Notations
II.F.2.b Modèle
II.F.2.c Ordres de grandeur des paramètres du modèle
II.F.3 Compatibilité du modèle avec les observations
II.F.4 Mise à l’épreuve du modèle
III Validations qualitatives et quantitatives du modèle de motilité par disjonction
III.A Rôle global de la pression
III.A.1 Rôle global de la pression : investigations en jouant sur la perméabilité membranaire
III.A.2 Rôle global de la pression : investigations en jouant sur la pression osmotique
III.A.2.a Choix des solutés utilisés pour les expériences d’osmolarité
III.A.2.b Pression osmotique, principe théorique
III.A.2.c Importance relative de la perméabilité
III.A.2.d Mesure de τ′ par application d’une surpression osmotique
III.A.2.e Effet à t < τ′ pour une surpression externe
III.A.2.f Effets d’une dépression externe
III.A.2.g Conclusion
III.B Rôle local de la pression
III.B.1 Application de forces locales via une micropipette, aspects qualitatifs
III.B.2 Relaxation de la contrainte à la jonction cytosquelettemembrane par perméabilisation locale
III.B.3 Conclusions
III.C Rôle de la contractilité
III.DRôle du taux de renouvellement du cortex d’actine
III.E En simplifiant la géométrie, on obtient une régularisation des protrusions
III.E.1 Confinement dans des hydrogels
III.E.1.a Confinement par un gel d’acrylamide
III.E.1.b Confinement par un gel d’agarose, avec polymérisation induite par la température
III.E.2 Confinement 2D
III.E.3 Confinement dans un microcanal
III.E.3.a Principe
III.E.3.b Expériences
III.E.3.c Conclusion
III.E.4 Régularisation par manipulation avec micropipettes
III.E.4.a Régimes dynamiques théoriques
III.E.4.b Expériences
III.E.4.c Analyse par modélisation du régime oscillatoire
IV Conclusions

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