Soutenance mémoire
Méthodes de recherches des parasites dans les selles
Examen macroscopique
Cet examen permet de :
Noter l’aspect des selles en précisant la couleur et la consistance (moulées, pâteuses, franchement diarrhéique, glairo-sanguinolantes, liquides).
– Repérer éventuellement des parasites adultes (oxyure, ascaris), des anneaux de tænias.
– Noter la présence de pus, de sang.
Examen microscopique
Il constitue l’étape essentielle de la recherche des parasites dans les selles et comprend :
a. Examen direct
Il est important car en pratique, il est le seul moyen de diagnostic de protozoaires ne possédant que la forme végétative comme : T. intestinalis. Il porte sur les différents fragments de selles prélevés en plusieurs endroits, au niveau du mucus ou du sang s’il y en a.
➤ Etat frais
La fragilité des formes végétatives des protozoaires explique leur lyse rapide en dehors de l’organisme imposant d’effectuer ce premier temps de l’examen le plus tôt possible après l’émission des selles. Cet examen consiste à diluer un fragment de selles fraîchement émise avec une goutte de sérum physiologique, l’étaler entre lame et lamelle, et l’examiner au microscope. Lorsque les selles sont liquides ou glaireuses, la dilution n’est pas nécessaire. L’identification de formes végétatives repose sur leur taille, leur forme, leur contenu cytoplasmique, leur moyen de déplacement. Le diagnostic des kystes lorsqu’ils existent, se base sur les mêmes critères de taille, de forme et/de contenu cytoplasmique.
➤ Examen après coloration
Les colorations spéciales sont effectuées pour p réciser la morphologie d’un protozoaire observé et par conséquent pour affiner le diagnostic d’espèce. Elles peuvent correspondre à une recherche spécifique d’un parasite Cryptospridium sp responsable des diarrhées du nourrisson ou de sujets immunodéficients.
❖ Différentes techniques de coloration
o Coloration en tubes
➤ Au merthiolate iode formol (M.I.F) [Technique de Sapero Lawless Strome]
Dans un tube à hémolyse :
On met 0,15 ml d’une solution de lugol à 5% ; On y ajoute 2,35 ml d’une solution de merthiolate-eosine-formol ; Après mélange, on ajoute dans le tube un gros pois de matières fécales à l’aide d’une tigelle qui permet d’homogénéiser le tout ; Après 20 à 30 mn, les selles se sont déposées dans le fond du tube ; La couche superficielle du sédiment est la plus riche en protozoaires ; A l’aide d’une pipette pasteur, on prélève une goutte de cette couche qu’on examine entre lame et lamelle au microscope à l’objectif 10 et 40 ; La chromatine des noyaux est colorée en brun par l’iode ; Les kystes mûrs apparaissent en clair sur fond rose et semblent donc avoir des reflets verdâtres; Les noyaux fi xés par le formol sont nets et parfois déjà coloré par l’iode. Ultérieurement l’éosine pénètre à l’intérieur des kystes.
Intérêt
Elle permet de mieux visualiser certains éléments d’identification : le cytoplasme est coloré en rouge et les structures nucléaires en rouge sombre ou noir.
➤ Au cristal violet de BAILENGER
Elle peut être réalisée en tube ou directement sur la lame en diluant une goutte de la suspension de selles avec le colorant. Les parasites sont colorés très rapidement ; Le cytoplasme des protozoaires devient rose tandis que la chromatine des noyaux apparaît en noir.
o Coloration sur lame
On peut citer quelques techniques :
➤ Coloration au Lugol
Sur la préparation de selles diluée dans une goutte de sérum physiologique on ajoute une goutte de Lugol, on m élange, puis recouvre d’une lamelle. On examine ensuite à l’objectif 10 e t 40. Les kystes sont colorés en jaune et les vacuoles intracytoplasmiques apparaissent en brun foncé .le noyau, les corps cristalloïdes et la membrane cytoplasmique sont réfringents.
➤ Coloration au noir chlorazol de Kohn : Cette coloration permet de colorer les trophozoites en gris et de bien voir la structure des noyaux. Les kystes apparaissent en bleu pâle avec des noyaux bien nets.
b. Examen après concentration
Le but des techniques de concentration est d’éliminer les résidus de la digestion et d’obtenir, à partir d’une grande quantité de matière fécale, un petit volume de suspension à examiner contenant un maximum d’éléments parasitaires. Les méthodes de concentration sont très nombreuses, mais aucune d’entre elles, ne peut mettre en évidence tous les parasites qu’héberge le tube digestif. Chaque méthode a des indications précises et le choix de la méthode à appliquer appartient au biologiste lorsque le clinicien lui fournit les renseignements nécessaires.
Identification des parasites
Ascaris lumbricoides
Ascaris lumbricoides (A. lumbricoides) appartient à la classe des nématodes, à l’ordre des Ascaridida, à l a superfamille des Ascaridoidea, à l a famille des Ascarididae. C’est un ver rond de grande taille. Les mâles mesurent de 12 à 30 cm de long sur 2 à 4 mm de diamètre, leur extrémité postérieure recourbée en crosse est munie de deux spicules copulateurs. Les femelles atteignent 20 à 35 cm de long sur 3 à 6 mm de diamètre. Le ver vivant est de couleur rosée, le ver mort de couleur blanc opaque. Les œufs d’ascaris peuvent se présenter sous trois aspects:
– les œufs fertiles ou fécondés : typiques, ovalaires et symétriques, mesurant 50 à 80 μm sur 35 à 55 μm avec une coque externe, épaisse et mamelonnée, brun foncé et une coque interne lisse, incolore et très épaisse. À l’émission des selles, l’œuf contient une cellule ovulaire sous la forme d’une masse arrondie, n’occupant pas la totalité de l’œuf ;
– les œufs fertiles dépourvus de coque externe : ils sont plus petits que les œufs normaux, sont incolores et entourés de la seule coque interne lisse et épaisse ; ils contiennent une cellule ovulaire ;
– les œufs infertiles ou non fécondés sont de forme allongée, parfois très déformés et de taille variant entre 80 et 105 μm sur 38 et 55 μm.
– leur coque externe est mince, irrégulière, avec de rares mamelons, ou boursouflée avec des festons sur les bords ; parfois absente, elle donne à l’œuf un aspect très atypique. Leur coque interne est peu épaisse et leur contenu est fait de nombreuses granulations réfringentes.
➤ Enterobius vermicularis : L’oxyure
Enterobius vermicularis, est un nématode de petite taille, à peine visible à l’œil nu dont le mâle mesure 1 à 7 mm de long sur 20 microns de large et dont la femelle sensiblement plus grande, mesure 9 à 12 mm de long sur 0,5 mm de large . Les œufs murs sont asymétriques et présentent une coque unique, épaisse, lisse et incolore. Ils contiennent habituellement un embryon gyriniforme, Ils mesurent en moyenne 40-55 μm .
➤ Trichuris trichiura : Le trichocéphale
A l’âge adulte, Trichuris trichiura est un ver rond en forme de fouet, mesurant 3-5 cm. L’œuf est en forme de ballon de rugby avec une coque externe épaisse, d’un brun plus ou moins foncé, fermée par deux bouchons muqueux saillants donnant l’aspect d’un citron. La coque interne est assez épaisse, incolore et renferme une masse granuleuse. L’œuf n’est pas embryonné à la ponte. Il mesure 50 à 55µm de long sur 22 à 23 µm de large.
➤ Tænia sp :
On peut retrouver dans les selles les anneaux et les œufs ; les anneaux mesurent 20mm sur 5 à 7mm, ils sont plus larges que longs. Les œufs sont vaguement arrondis et mesurent de 50 à 60 µm de diamètre. Ils sont entourés d’une coque externe mince, transparente et incolore contenant d’une part de nombreux granules réfringents et d’autre part un embryophore avec un embryon hexacanthe (6 crochets).
➤ Hymenolepis nana et Hymenolepis diminuta
L’œuf d’Hymenolepis nana est particulièrement caractéristique. De forme légèrement ovalaire il mesure 30 x 40 µm pouvant aller jusqu’à 50 µm. De couleur claire, cet œuf est transparent et on distingue très nettement d’une part la coque externe limitée par une mince et lisse enveloppe hyaline et, d’autre part, la partie interne (20 x 30 µm) contenant l’embryon hexacanthe et limitée par une enveloppe munie de de ux mamelons disposés aux pôles opposés de la partie interne de l’œuf. L’œuf d’ Hyrnenolepis diminuta est beaucoup plus grand (60 x 8 0 µm) et la coque externe plus épaisse. La partie interne (30 à 35 µm) contient l’embryon hexacanthe mais, fait caractéristique, il n’y a pas de filaments polaires même si, parfois, de petits mamelons sont visibles sur la coque interne .
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Table des matières
INTRODUCTION
I. DIAGNOSTIC DES PARASITOSES INTESTINALES
1. Prélèvement
2. Méthodes de recherches des parasites dans les selles
2.1. Examen macroscopique
2.2. Examen microscopique
a. Examen direct
b. Examen après concentration
c. Technique de Scotch-test
d. Technique de Ziehl-Neelsen modifiée
2.3. Identification des parasites
II. DIAGNOSTIC DES PARASITOSES SANGUINES
1. Prélèvement
2. Méthodes de recherche des parasites dans le sang
2.1. Examen direct à l’état frais
2.2. Frottis sanguins
a. Confection
b. Coloration au Giemsa
c. Coloration au May-Grunwald-Giemsa
2.3. Goutte épaisse
a. Confection
b. Coloration au Giemsa
2.4. Examen microscopique
2.5. Leucoconcentration à la saponine
3. Identification des parasites sanguins
III. DIAGNOSTIC DE LA LEISHMANIOSE CUTANEE
1. Prélèvement
2. Méthodes de recherche
2.1. Coloration au MAY-GRÜNWALD GIEMSA (MGG)
2.2. Identification
3. Culture
IV. DIAGNOSTIC DE LA BILHARZIOSE URINAIRE
1. Prélèvement
2. Technique
2.1. Examen macroscopique
2.2. Examen microscopique
3. Identification
V. SERODIAGNOSTIC DE LA TOXOPLASMOSE ET DE LA RUBEOLE
A. La Toxoplasmose
1. Prélèvements
2. Techniques
3. Interprétation
B. La Rubéole
1. Prélèvement
2. Technique
3. Interprétation
VI. DIAGNOSTIC DES MYCOSES SUPERFICIELLES
1. Prélèvement
2. Méthodes de recherche
2.1. Examen direct
2.2. Culture
2.3. Identification
VII. DIAGNOSTIC DES MYCOSES PROFONDES
A. Cryptococcose
1. Prélèvement
2. Examen direct
3. Culture
4. Identification
5. Recherche de l’antigène cryptococcique
B. Diagnostic de la pneumocystose
1. Prélèvement
2. Techniques
a. Coloration de Giemsa
b. Coloration au Bleu de Toluidine
C. L’immunofluorescence indirecte
D. La PCR
CONCLUSION
