Soutenance mémoire
L’observation après coloration
Le prélèvement du sang des veinules de la pointe de l’oreille est étalé en couche mince (frottis) ou, en goutte épaisse, puis coloré avec du MayGrünwald-Giemsa. Il est conseillé d’opérer plusieurs jours de suite et sur au moins 10% des animaux d’un troupeau. Lorsque la parasitémie est faible, les résultats seront nettement améliorés en pratiquant systématiquement des gouttes épaisses en même temps que les étalements et, si possible, en complétant ces examens par la ponction d’un ganglion superficiel.
Examens microscopiques après concentration
La concentration des trypanosomes facilite leur recherche, surtout lorsque la parasitémie est faible. Elleest obtenue soit par centrifugation d’un volume donné de sang total, soit après séparationpar filtration des trypanosomes, soit après la lyse des hématies.
La méthode la plus couramment utilisée est la centrifugation différentielle en tube microhématocrite et l’examen des interfaces plasma / globules blancs au microscope à contraste de phase [66]. Elle consiste à remplir, avec du sang prélevé directement au niveau d’une veinule de l’oreille, 4/5 e d’un tube capillaire à microhématocrite de 75 mm de longueur et 0,5 mmde diamètre intérieur, préalablement hépariné. Les tubes, bouchés à une extrémité par la plasticine, sont disposés dans une centrifugeuse, l’extrémité bouchée dirigée vers la périphérie, et centrifugés à 12000 tours / minute pendant 5 minutes.
Les trypanosomes se retrouvent à l’interface globules blancs / plasma.
L’observation doit être réalisée dans les quatre à cinq heures suivant le prélèvement. Elle se fait directement dans le tube sous le microscope à contraste de phase, avecun objectif ×20.
La méthode de MURRAY (BCM : « Buffy Coat Method »)est une variante de la méthode de WOO [66]. En effet, ici, on sectionne le tube capillaire à 1mm en dessous et à 3cm au-dessus de la couche de globules blancs afin d’en extraire le matériel biologique situé au niveau de l’interface globules blancs / plasma.
Un examen de ce matériel biologique est réalisé à l’état frais entre lame et lamelle au microscope à fond noir [47]. Les trypanosomes sont brillants et attirent l’attention par leurs mouvements. Cette technique est beaucoup plus sensible que celle des étalements ou des gouttes épaisses.
TORO et coll. [58], en déduisent que la technique de centrifugation hématocrite (HCT) est 4 fois plus sensible que l’examen direct de sang et 2,5 fois plus sensible que la méthode des étalements.
Inoculation à des animaux de laboratoire
Elle permet de visualiser longtemps, après, des trypanosomes rares initialement lors des prélèvements. On utilise la chèvre pour la recherche de T.vivaxet le rat ou la souris pour T. congolense etT. brucei. Cette méthode ne peut être pratiquée de façon courante sur le terrain, en raison du nombre d’animaux et du matériel nécessaire à samise en application.
Culture in vitro
Les cultures de trypanosomes in vitro sont délicates, longues et coûteuses. De ce fait, ce procédé n’a pas d’application pratique pour le diagnostic des trypanosomoses animales, sauf pour la mise en évidence de T. theileri. Dans ce cas l’hémoculture est alors la méthode de choix.
Diagnostic séro-immunologique
Les tests sérologiques utilisent la réponse immunitaire de l’organisme des animaux infectés. Les tests de diagnostic qui cherchent à mettre en évidence la présence d’anticorps dans l’organisme infecté comprennent :
¾ des méthodes non spécifiques tel que le test au chlorure mercurique ;
¾des méthodes spécifiques, permettant généralement de déceler des infections occultes ayant échappé aux techniques plus classiques.
Ce sont :
• la fixation de complément ;
• l’hémagglutination passive ;
• le test d’immunofluorescence indirecte.
Toutefois, l’exécution et l’interprétation de ces tests demandent de bonnes connaissances en sérologie et la miseà disposition de laboratoires bien équipés. ZWART et coll. [68], utilisent cette méthode pour la surveillance des trypanosomoses des bovins au Kenya. Ils notent que l’Immunofluorescence indirecte permet de détecter 80% d’infectésdans un cheptel où les méthodes classiques ne décèlent qu’untaux d’infection de 51%.
Par ailleurs, il existe une autre méthode d’hémagglutination appelée Test d’agglutination sur carte (CATT= Card Agglutination Trypanosomiasis Test). Il a comme principe l’agglutination des globules rouges préalablement traités par l’acide tannique et enrobésd’antigènes provenant de trypanosomes broyés, lorsque ces globules rouges sont mis en contact avec le sérum de l’animal suspect. C’est une méthode hautement sensible avec T. evansi[59]. Toutefois sa spécificité est mal définie. Appliqué à la détection des infections par T. equiperdum, le test n’est positif que chez des animaux présentant des signes cliniques [30]. Par ailleurs, la reproductibilité du CATT test T. evansi ND n’est pas toujours satisfaisante et des réactions croisées avec T.vivaxsont avérées [22].
Diagnostic par PCR
L’amplification enzymatique in vitro enchaîne de l’ADN par polymérase est communément connue sous lenom de PCR (Polymerase Chain Reaction). Elle permet de révéler la présence de segments d’ADN ayant des séquences de bases connues, au moins en partie [34]. La polymérisation est artificiellement obtenue en imposant des cycles thermiques à un mélange constitué d’ADN matriciel, de Taq polymérase, d’acides désoxyribonucléiques phosphates (dNTP), d’un tampon adéquat, et d’un couple d’oligonucléotides spécifiques.
La lutte par les méthodes chimiques
Ces méthodes sont fondées sur l’utilisation des produits insecticides par pulvérisation au sol, par épandage aérien, par imprégnation de pièges / écrans ou finalement par application en pour-on sur la ligne du dos des animaux hôtes (effet knock-down).
Pour la pulvérisation au sol, les insecticides les plus utilisées notamment au Nigeria, au Sénégal et au Tchad ont été le DDT et le Dieldrin ® [9]. Ce sont deux organochlorés dangereux à cause de leur pouvoir résiduel élevé et de leur stabilité entraînant à la longue une pollution de l’environnement.
En ce qui concerne l’épandage aérien, on utilise couramment l’Endosulfan ® (un organochloré) et la Deltaméthrine ® (un pyréthrinoïde), insecticides moins rémanents que ceux utilisés dans la pulvérisation terrestre. D’autres insecticides biodégradables (Perméthrine ® , Deltaméthrine ® ) ont été expérimentées par l’OMS au Burkina Faso eten Côte d’Ivoire.
Actuellement, l’utilisation des pièges et écrans imprégnés d’insecticides constitue, au sol, le meilleur moyen de lutte anti-vectorielle en termes de simplicité, de coût, d’impact écologique et environnemental (Figure 4). Elle consiste à l’application d’insecticidesrémanents (comme la Deltaméthrine ® à raison de 100-200 mg/m 2 ) sur des écrans/pièges qui attirent les glossines par leur couleur et parfois leur odeur (attractifsolfactifs) et les éliminent par contact.
Chimiorésistance
La chimiorésistance peut être définie comme la perte par une souche d’un organisme de la sensibilité à un produit auquel elle était préalablement susceptible [24].
L’apparition de la chimiorésistance tient à une cause essentielle : la concentration du médicament est (ou devenue) très faible chez l’animal traité.
Une telle situation peut avoir diversescauses parmi lesquelles on cite un intervalle de temps trop long entre deux traitements consécutifs, ou encore l’utilisation abusive et incontrôlée des médicaments.
Les trypanosomes peuvent aussise localiser dans des refuges extravasculaires (chambre de l’œil, cerveau, etc.) dont l’accès est difficile pour les trypanocides.
Cette résistance est dite comportementale.
Par ailleurs, les trypanosomes résistants à un produit peuvent l’être également envers d’autres. Cette résistance croisée se produit le plus souvent entre médicaments ayant la même parenté chimique mais elle peut survenir également avec des produits chimiquement différents. C’est ainsi que des résistances croisées au diminazène et à l’isométamidium ont été signalées avec T. congolenseau Burkina Faso [6]. Quand les médicaments ne sont pas de structure et d’activité semblables, on parle en général de résistance multiple. La résistance vis-à-vis des trois principales molécules (diminazène, isométamidium et homidium) a été rapportée à travers 13 pays africains [49 ; 31].
La chimiorésistance est donc un problème important. En pratique, on doit soupçonner la présence detrypanosomes résistants dès lors qu’un traitement qui avait donné satisfaction, devient dans les mêmes conditions d’emploi inefficace. Dans ce cas, il faut changer de produit et utiliser un autre trypanocide connu pour son activité sur les trypanosomes résistants à ce produit.
Ainsi la plupart des souches résistantes au diminazène restent sensibles à l’isométamidium et à la mélarsamine.
On remarque donc que, que ce soit la lutte anti-vectorielle et le développement du bétail trypanotolérant, ou que ce soit la chimiothérapie et/ou la chimioprophylaxie, les différentes méthodes de lutte contrela trypanosomose animale africaine ont montré leur limite.Or, cette pathologie reste toujours de nos jours un des grands fléaux qui constitue un frein au développement de l’élevage du bétail et à l’autosuffisance en protéines animales du continent.
Face à une telle problématique, de plus en plus de chercheurs opèrent un retour vers la pharmacopée traditionnelle vétérinaire africaine.
Méthodes traditionnelles
Partout dans le monde, l’intérêt pour la médecine traditionnelle s’accroît constamment. En Afrique, la pratique de la médecine traditionnelle nécessite des améliorations considérables, quand on la compare avec la situation en Chine ou en Inde. Ce fait, s’ajoutant à la dette grandissante des nations africaines et à l’augmentation du coût des soins de santé modernes, rend le rôle des soins de santé traditionnels de plus en plus importants pour les 80%de la population africaine vivant dans les régions rurales [55]. Ces habitants, pour se soigner et soigner leur bétail, se tournent maintenant vers la nature.
Etat des connaissances actuelles
Dans la pratique de la médecine vétérinaire en milieu traditionnel, l’emploi des plantes est fréquent. Malheureusement, celles-ci ont fait l’objet de peu de travaux scientifiques. Pourtant on doit constater que l’état sanitaire des animaux est dans de nombreuses zones rurales satisfaisant. Les éleveurs, financièrement démunis, ont recours aux végétaux de leur environnement pour soigner leurs animaux et ils sont convaincus de l’efficacité de ces soins.
Selon AKE-ASSI [1], pour le traitement de la trypanosomose Terminalia avicennioides, Khaya senegalensis etBoscia senegalensissont les plantes les plus utilisées dans plusieurs pays de la région ouest africaine (Burkina-Faso, Côte-d’Ivoire, Ghana, Bénin, Nigeria, Niger, Mali, Guinée). Les feuilles, les racines et les écorces de tiges sontles parties les plus utilisées. Une macération à base de feuilles de Boscia senegalensispilées avec du tabac et mélangées à de l’urine de brebis pendant une nuit est administrée à l’animal par voie nasale contre latrypanosomose. L’extrait aqueux des écorces de tiges de Khaya senegalensispilés avec du sel gemme est utilisé par voie orale pour traiter la trypanosomose chez les bovins.
BA [7] indique l’utilisation par voie orale de la macération de poudre de feuilles séchées ou d’écorces séchées de Terminalia avicennioides Guill. et Perr.pour la prévention des trypanosomoses animales africaines. Il s’agirait d’une prémunition efficace entretenue par l’administration périodique de la préparation.
Au Nigeria, les feuilles et les racines de Khaya senegalensissont utilisées pour le traitement des helminthiases gastro-intestinales des veaux. Une boisson à base d’écorces de tiges de Terminalia avicennioidesbouillies dans l’eau avec du fromage local et de l’huile de palmeest donné aux animaux atteints de trypanosomose [4].
Une enquête effectuée dansl’Etat de Kaduna, au Nigeria, pour établir le système de connaissance dutraitement de la trypanosomose chez les animaux domestiques, a révélée que Adansonia digitata, Terminalia avicennioides, Khaya senegalensis, Cissus populnea, Tamarindus indica, Lawsonia inermis, Boswellia dalzielli,Pseudocedrela kotschi, Syzyium quinensis, Sterculia setigera, Afzelia africana, Lancea kerstingiisont les plantes les plus communément utilisées contrela trypanosomose. Pour128 répondants, plus de 20 préparations locales impliquant les différentes plantes citées sont identifiées pour traiter la trypanosomosedans l’Etat de Kaduna [4].
Parmi cette gamme deplantes médicinales, quatre ont fait l’objet de nos investigations. Il s’agit de Cassia sieberiana, Khaya senegalensis, Terminaliaavicennioides et de Boscia senegalensis, dont nous proposons de présenterquelques caractéristiques.
Caractéristiques des plantes utilisées dans nos essais
Etude botanique
Petit arbre de 8 à 10 m de haut, à fût court et contourné. Cime étalée à branches retombantes. Port remarquable lorsqu’il est en fleur avec de très longs racèmes terminaux pendants de belles fleurs jaune d’or de février à mai. Ecorce crevassée, lamelleuse noirâtre à tranche jaunâtre, ocre [3]. Cassia sieberianaa des feuilles composées pennées comportant 5 – 8 paires de folioles ; folioles elliptiques, à apex subaigu ou émarginé, de 5 – 10 cmde longueur, de 2,5 – 5 cm de largeur. Les fruits sont des gousses cylindriques ligneuses de 40 à 60 cm de longueur et jusqu’à 2 cm de diamètre. Ils sont de couleur brun foncée ou noirâtre à maturité, indéhiscents, et s’ouvrent par deux fentes, avec des cloisons transversales entre les graines [43]. Fruits mûrsde décembre à février, longtemps persistants sur les arbres.
Répartition géographique
Cassia sieberianaest une espèce commune dans les savanes soudanoguinéennes et soudano sahéliennes dans toute l’Afrique intertropicale.
Localement grégaire, l’arbre pousse sur toustypes de sol.
Données chimiques
L’existence d’oxalate de calcium, de mucilages, de stérols, de tanins, d’anthraquinones a été signalée par VIGNOLI et BALANSARD [39]. Utilisations:
En médecine vétérinaire traditionnelle africaine, l’écorce de tigede la plante est utilisée pour traiter la peste aviaire des pintades.
En médecine humaine traditionnelle africaine, la macération pendant 3 jours des racines hachées additionnée de miel fournit une boisson contre la bilharziose. Selon AKE-ASSI [1], la macération ou la décoction des rameaux feuillés de la plante, en bainsou en boissons, sont spécialement réservées à la médecine infantile, en tant que dépuratif, fébrifuge, antianémique et antikwashiorkor. La décoction dela tige feuillée est aussi diurétique, fortifiante, vermifuge et astringente.
Sorcellerie : les graines enfouies dans le sol d’une case rendent volages les femmes qui y habitent [5].
Objectifs de l’étude
Objectif général
L’objectif général de cette étude est d’évaluer expéritalement l’activité trypanocide d’extraits aqueuxdes écorces de racines de Cassia sieberiana (Caesalpiniaceae), Terminalia avicennioides(Combretaceae), Boscia senegalensis(Capparidaceae), et desécorces de tronc de Khaya senegalensis (Meliaceae).
Objectifs spécifiques
– Déterminer in vivo et in vitro, à partir des souris infectées, les concentrations efficaces (CE 100) de Vériben (Témoin positif) ;
–Tester in vitro les effets des extraits aqueux des plantes sur du sang cardiaque des souris NMRI parasitées par T. brucei brucei;
– Tester in vivo les effets des extraits aqueux des plantes sur la trypanosomose animale africaine expérimentale provoquée chez les souris NMRI par inoculation intra-péritoniale (ip) de T. brucei brucei.
Cadre de l’étude
Notre étude a été menée d’août 2004 à avril 2005, soitpendant une durée de 9 mois, au Centre International de Recherche Développement sur l’Elevage en zone Subhumide (CIRDES) situé à Bobo-Dioulasso, au Sud-ouest du Burkina Faso.
Nos recherches ont été menées dans le cadre du PROCORDEL au sein de l’Unité de Recherche sur les bases Biologiques de lalutte intégrée (URBIO).
Cette unité consacre la plupart de ses travaux à l’étude des maladies parasitaires du bétail, et à leur contrôle.
Matériel
Matériel végétal
Le matériel végétal est constitué par les macérés etdécoctés aqueux sous forme lyophilisée des écorces de racines de Cassia sieberiana, Terminalia avicennioides, Boscia senegalensis, et des écorces de tronc de Khaya senegalensis.
La récolte des plantes et leur transformation ont été faites par l’Institut de Recherche en Sciencesde la Santé (I.R.S.S) de Ouagadougou.
RESULTATS
Les données expérimentales sont transcrites en annexe. Elles ont permis de mettre en évidence le pourcentage d’inhibition de la parasitémie in vitro et les taux de survie et de guérison in vivo des souris traitées pour l’ensemble des produits testés (solvants de dissolution, Vériben , extraits aqueux de plante).
Dilution témoin
Tests trypanocides in vitro
Effet temps d’incubation dépendant
Un effet temps d’incubation dépendant s’observe pour le Vériben . En effet quelque soit la concentration utilisée, le pourcentage d’inhibition de la parasitémie est d’autant plus élevé que le temps d’incubation augmente. On observe par ailleurs un effet 100% après 1 h d’incubation à la concentration de 10 4 µg / ml soit 10 mg / ml (Tableau XIII).
Quant aux solvants de dissolution (PSG, eau distillée stérilisée), on observe le même effet temps d’incubation dépendant. Après 1h d’incubation et quelques soit la concentration, le témoin eau distillée stérilisée a un pourcentaged’inhibition nettement supérieur à celui du témoin PSG.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : LA TRYPANOSOMOSE ANIMALE AFRICAINE
CHAPITRE І: GENERALITES SUR LES TRYPANOSOMES
1.1. Les trypanosomes du bétail
1.2. Taxonomie des trypanosomes des mammifères
1.3. Morphologie et Structure
1.4. Cycle biologique du parasite
1.4.1. Chez la glossine
1.4.2. Chez l’hôte mammifère
CHAPITRE ІІ: ETUDE CLINIQUE DE LATRYPANOSOMOSE ANIMALE AFRICAINE
2.1. Pathogénie
2.2. Symptômes et lésions
2.3.Diagnostic
2.3.1. Diagnostic clinique
2.3.2. Diagnostic parasitologique
2.3.2.1. Examens microscopiques directs
2.3.2.2. Examens microscopiques après concentration
2.3.2.3. Inoculation à des animaux de laboratoire
2.3.2.4. Culture in vitro
2.3.3. Diagnostic séro- immunologique
2.3.4. Diagnostic par PCR
CHAPITRE ІІІ: METHODES DE LUTTE CONTRE LA TRYPANOSOMOSE ANIMALE AFRICAINE
3.1. Méthodes modernes
3.1.1. Elevage du bétail trypanotolérant
3.1.2. Lutte anti-vectorielle
3.1.3. Chimiothérapie etchimioprophylaxie
3.1.3.1.Chimiothérapie
3.1.3.2. Chimioprophylaxie
3.1.3.3. Choix d’une médication
3.1.3.4. Chimiorésistance
3.2. Méthodes traditionnelles
3.2.1. Etat des connaissances actuelles
3.2.2. Caractéristiques des plantes utilisées dans nos essais
3.2.2.1. Cassia sieberiana
3.2.2.2. Khaya senegalensis
3.2.2.3. Terminalia avicennioides
3.2.2.4. Boscia senegalensis
3.2.2.5. Propriétés phytochimiques et toxicologiques
3.2.2.5.1. Propriétés phytochimiques
3.2.2.5.2. Propriétés toxicologiques
DEUXIEME PARTIE: ETUDE EXPERIMENTALE
CHAPITRE І: MATERIEL ET METHODES
1.1. Objectifs de l’étude
1.1.1. Objectif général
1.1.2. Objectifs spécifiques
1.2. Cadre de l’étude
1.3. Matériel
1.3.1. Matériel végétal
1.3.2. Matériel biologique
1.3.3. Matériel d’étude biologique
1.4. Méthodes
1.4.1. Etudes pharmacologiques
1.4.1.1. Culture des trypanosomes
1.4.1.2. Recherche d’une dilution témoin
1.4.1.3. Tests phytotrypanocides
1.4.1.3.1. Préparation des solutions tests
1.4.1.3.2. Tests phytotrypanocides in vitro
1.4.1.3.3. Tests phytotrypanocides in vivo
1.4.2. Méthode d’analyse des résultats
CHAPITRE II : RESULTATS
2.1. Dilution témoin
2.1.1. Tests trypanocides in vitro
2.1.2. Tests trypanocides in vivo
2.2. Effets phytotrypanocides
2.2.1. Tests phytotrypanocides in vitro
2.2.2. Tests phytotrypanocides in vivo
CHAPITRE III : DISCUSSIONS
3.1. Méthodes d’étude
3.1.1. Tests in vitro
3.1.2. Tests in vivo
3.2. Résultats de l’étude pharmacologique
3.2.1. Effets phytotrypanocides in vitro
3.2.2. Effets phytotrypanocides in vivo
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
