METHODES DE DIAGNOSTIC DE HELICOBACTER PYLORI

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Facteurs de pathogénicité de Helicobacter pylori

Ces facteurs ne sont pas encore bien élucidés. Mais on sait maintenant qu’au niveau de la cellule épithéliale, l’ammoniaque libérée par la réaction de l’urée stomacale avec l’uréase de H. pylori au contact des cellules peut être cytotoxique [18].
De même, la lysocithine et l’alcool déshydrogénase sont produits par l’hydrolyse de la lécithine des membranes cellulaires à l’aide de la phospholipase de H. pylori. Et en présence de l’éthanol, il y a production de l’acétaldéhyde. Tous ces métabolites sont cytotoxiques. [69]
Il existe d’autres facteurs de pathogénicité et qui font l’objet de plusieurs études actuellement. Trois protéines, VacA, HP-NAP et CagA ont ainsi été caractérisées [31].

Protéine VacA

La protéine VacA (Vacuolating Cytotoxin Agent A), une cytotoxine vacuolisante active, est produite dans 50% à 65% des souches de H. pylori, codée par un gène de H. pylori et qui serait capable d’induire une vacuolisation des cellules épithéliales in vitro et in vivo chez l’homme, par la formation des pores dans la membrane cellulaire
Une équipe japonaise, a montré comment VacA agit. Elle a d’abord découvert que VacA se fixait à la surface des cellules en s’accrochant à Ptprz, une protéine que l’on croyait jusqu’à maintenant présente exclusivement dans le cerveau et qui assure notamment la cohésion des cellules nerveuses entre-elles. Or les japonais l’ont repérée et clairement identifiée dans les tissus gastriques et ils ont montré qu’elle se liait spécifiquement à VacA. Le tandem VacA/ Ptprz joue-t-il pour autant un rôle dans l’ulcère ?
Seule une souris knock –out, dont on a supprimé un gène dont on souhaite connaître les effets (ici le gène codant pour la protéine Ptprz) pouvait leur en apporter la preuve. Cette expérience prouve bien que Ptprz participe bien au déclenchement de l’ulcère puisque les souris mutées qui n’ont pas Ptprz sont totalement résistantes à la toxine VacA et à l’infection par H. pylori, ce qui n’est pas le cas des souris non mutées dont l’épithélium se désagrège laissant à nu la muqueuse profonde de l’estomac. En fait, en se fixant à Ptprz, VacA déstabilise cette dernière et provoque la désolidarisation des cellules protectrices de la muqueuse [20].

Protéine HP-NAP

La protéine HP-NAP (Nicotinamide Adénine Dinucléotide Diphosphate) se lie à des récepteurs spécifiques de la membrane et par conséquent la stimulation des neutrophiles humains : génération, chimiotactisme et adhésion [20].

La protéine CagA

La protéine CagA (cytotoxin-associated genes A), est exprimée dans 60% à 70% des souches de H.pylori selon les zones géographiques. La présence de cette protéine est corrélée à l’évolutivité de la gastrite et à l’atrophie gastrique [68 ; 105]. En effet une étude française a montré que cette protéine, expression du gène cagA est associée à des lésions histologiques plus sévères. Ces résultats confirment les travaux ayant décrit in vitro le rôle de CagA dans le déclenchement de la réponse inflammatoire [128].

Réactions immunitaires et locales que provoque Helicobacter pylori

La colonisation de l’estomac par la bactérie peut stimuler une réponse immunitaire de l’hôte (l’homme) et peut causer des réactions générales et neutrophiliques et la production des anticorps anti- Helicobacter pylori.

Induction de l’inflammation

La gastrite histologiquement mise en évidence est sans doute une conséquence de la réponse immunitaire locale de l’hôte à l’infection et implique une infiltration de lymphocytes (B et T), cellules plasmatiques, histiocytes et fréquemment des cellules polymorphonucléaires.
Une large proportion des cellules lymphoïdes infiltrant la muqueuse gastrique sont les cellules B sécrétant des immunoglobulines. Ces cellules B matures dans la muqueuse gastrique produisent une réponse immunitaire locale (production des anticorps) qui est premièrement une réaction immunitaire à IgA et IgG.
Les anticorps n’éliminent pas la colonisation de la muqueuse gastrique ni ne préviennent la réinfection après éradication, il n’y a donc pas d’immunité acquise. [20]

Réponse immunitaire générale

Une réponse immunitaire systémique accompagne la présence de la bactérie dans 98 % des cas.

Perturbation de la régulation de la sécrétion gastrique

Il a été mis en évidence que la présence de H. pylori au niveau de la muqueuse gastrique conduisait à deux anomalies physiologiques majeures :
– une hypergastrinémie, c’est-à-dire une synthèse accrue de gastrine par les cellules G antrales et ;
– une diminution de la somatostatine synthétisée par les cellules D antrales. Ces deux anomalies disparaissent après élimination de la bactérie.

HISTOIRE NATURELLE DE L’INFECTION

PATHOLOGIE

H. pylori est à l’origine d’une inflammation chronique de l’estomac (Figure 2), c’est-à-dire d’une gastrite située dans la plupart des cas au niveau de l’antre de l’estomac et qui reste le plus souvent asymptomatique [113]. Tous les patients infectés présentent cette gastrite antrale. La bactérie ne semble cependant pas entraîner les mêmes lésions chez tous les patients. Elle cause chez les uns des ulcères peptiques et chez les autres des lymphomes ou la gastrite atrophique qui évoluerait en adénocarcinome chez certains autres.
La pathologie dont l’H. pylori serait à l’origine comprend la plupart des ulcères gastro-duodénaux, la majorité des cancers gastriques et sans doute une petite proportion des dyspepsies non ulcéreuses.

Gastrite

Au début de l’infection, la maladie se limite à une gastrite antrale mais qui peut devenir généralisée. Des changements dans la sécrétion de l’acide ou même une entéropathie avec perte des protéines peuvent se manifester. La gastrite de type B (par opposition à la gastrite fundique A de l’ancienne classification) causée par H. pylori est une gastrite chronique mais avec présence habituelle de polynucléaires; on parle alors de gastrite active [5;43]. Le rôle de l’H. pylori dans son étiologie est maintenant bien admis par la communauté scientifique. L’éradication de l’H. pylori entraîne la disparition des polynucléaires et l’amélioration du score de la gastrite. L’infection a été reproduite chez deux volontaires qui ont ingéré la bactérie [78]. L’infection peut entraîner ultérieurement une dyspepsie non-ulcéreuse, une maladie peptique ulcéreuse, une atrophie gastrique ou même un carcinome gastrique [111; 68;77].

Dyspepsie non-ulcéreuse

Le terme dyspepsie décrit une digestion difficile quelle qu’en soit la cause. Actuellement, on réserve ce terme aux troubles fonctionnels en l’absence de lésion organique décelable. D’étiologie diverse, la dyspepsie peut avoir comme origine plusieurs organes tels que l’estomac, la vésicule biliaire, le cœur, le pancréas ou les intestins. La dyspepsie non-ulcéreuse est celle dont l’origine ulcéreuse a été exclue par endoscopie ou par repas baryté. Elle s’accompagne parfois de reflux gastro-oesophagien. Elle pourrait être causée par H. pylori. Il s’agit d’un ensemble hétérogène dans lequel un sous-groupe dit « particulier » serait associé à H. pylori : le sous-groupe dans lequel la douleur constitue le symptôme majeur. L’association entre l’infection à H. pylori et la dyspepsie non-ulcéreuse a été décrite dans la littérature, notamment en association avec le reflux gastro-oesophagien [122]. Cette relation a été décrite comme complexe et non encore bien élucidée, à cause probablement de la multiplicité des facteurs en jeu [106].

Maladie peptique ulcéreuse

Il est généralement accepté que H. pylori soit un facteur étiologique majeur dans la maladie ulcéreuse duodénale [132]. Le mécanisme par lequel l’infection aboutit à l’ulcération est encore sujet à controverse. H. pylori produit une quantité élevée d’uréase qui en dégradant l’urée contenue dans le liquide gastrique et le fluide extracellulaire, génère du bicarbonate et de l’ammoniaque dans l’environnement intracellulaire et péricellulaire. Ce bicarbonate produit, contribue efficacement à la neutralisation des ions hydrogènes. Ainsi H. pylori est capable de survivre à l’acidité gastrique pour une période assez longue pour coloniser la muqueuse gastrique [77]. À partir de ce site, il stimule la production de cytokine par les cellules épithéliales qui recrutent et activent les cellules immunitaires et inflammatoires de la lamina propria causant ainsi une gastrite active chronique puis un ulcère gastrique ou duodénal [24;77]. Bref, le phénomène physiopathologique à l’origine de l’ulcère peptique résulte du déséquilibre entre les facteurs d’agression (acidité et pepsine) et les facteurs de protection (mucus, prostaglandines locales, flot vasculaire et renouvellement cellulaire).
Même si le mécanisme d’ulcère par H. pylori est encore discuté, la réduction extraordinaire dans le taux de récidive de l’ulcère duodénal après éradication de H. pylori par antibiotiques suggère fortement un rôle étiologique de l’organisme [3]. La relation entre H. pylori et l’ulcère gastrique a été rapportée. On rapporte une positivité à H. pylori chez 58 à 94 % des patients souffrant de l’ulcère gastrique et traités par des anti-inflammatoires [12]. Si cela s’avérait, sans nul doute que le rôle étiologique de l’H. pylori serait prouvé. Mais ce taux élevé a été expliqué dans la plupart des cas par l’effet confondant des anti-inflammatoires non stéroidiens (AINS) connus comme étant ulcérogènes. Lorsqu’on exclut l’utilisation des AINS, la prévalence à H.pylori chez les patients avec ulcère gastrique approche celle des patients avec ulcère duodénal [12].

Cancer gastrique

Le cancer gastrique est l’un des cancers les plus fréquents à travers le monde entier. À la première moitié du XXème siècle, il était le cancer le plus fréquent aux États-Unis avec des taux de plus de 20/100 000 dans les années 1930 [49].
Cependant, l’incidence du cancer gastrique dans cette population a par la suite chuté à 20 000 cas par année et une baisse similaire a été constatée dans le reste du monde développé (5/100 000 aujourd’hui). Le groupe d’étude Eurogast a prédit dans son étude de population que l’incidence du cancer gastrique dans la population où 100 % est infectée par H. pylori sera 6 fois plus élevée que dans la population sans infection.
Mais étant donné que le cancer gastrique n’est constaté que sur un petit nombre des personnes infectées par H. pylori, ce dernier n’est pas une cause suffisante pour expliquer l’ensemble des cancers gastriques. L’étiologie serait donc multifactorielle [49]. Plusieurs études de cohorte dans des populations différentes soutiennent que H. pylori est associé au développement du cancer de l’antre gastrique [29;92;88;52;133;55;71].
Le mécanisme exact par lequel l’infection à H. pylori cause le cancer gastrique n’est pas encore connu. Mais plusieurs études initiées par le Centre international de recherche sur le cancer de Lyon ont tenté d’expliquer cette association. Les inflammations chroniques causées par l’infection à H. pylori augmenteraient le risque de cancer d’estomac. Les tissus infectieux peuvent générer des facteurs de risque endogènes qui contribuent au développement de cancer d’estomac comme par exemple l’oxygène réactive, les espèces de nitrogène (oxyde nitreux, peroxy-nitrite) qui induisent un stress oxydatif et peuvent entraîner des dommages cellulaires et de l’ADN [95].

METHODES DE DIAGNOSTIC DE HELICOBACTER PYLORI

Le diagnostic de l’infection à H. pylori se fait à l’aide de deux types de test, notamment les tests diagnostiques non invasifs et ceux dits invasifs.

Tests non-invasifs

Sérologie

La détection d’anticorps contre H. pylori (la technique la plus utilisée est l’Elisa de type IgG) permet le diagnostic d’infection à H. pylori avec une efficacité de l’ordre de 85 à 95% [40;76;46]. Elle est avantageuse parce qu’elle permet de diagnostiquer plusieurs personnes, rapidement et à coûts réduits. De plus, elle a l’avantage de ne pas être trop invasive en comparaison à la biopsie par endoscopie [62;100]. Elle est la méthode la plus recommandée pour un test initial non seulement parce qu’elle est non-invasive mais aussi parce qu’elle est précise, moins dispendieuse et reproductible.
La sérologie est la technique la plus indiquée pour les études épidémiologiques, surtout la trousse utilisant des antigènes purifiés reconnus pour leur sensibilité et leur spécificité.

Prélèvement

La quantité de sang à prélever est de 2ml dans un tube sec. Le sérum décanté, aliquoté et congelé à -20°C peut être conservé plusieurs mois.

Méthode

Un grand nombre de kits diagnostiques reposant sur des ELISA ou des Western-blots sont à la disposition des biologistes pour la réalisation de ces méthodes sérologiques. Après l’infection, les IgG sériques sont détectables en 10 à 20 jours selon les sujets. Elles atteignent rapidement un maximum et restent élevées tant que l’infection persiste. Après l’éradication de la bactérie par un traitement antibiotique, le taux d’IgG diminue pour devenir, en 4 à 6 mois, comparable à celui des sujets non infectés. En cas d’échec thérapeutique, il peut rester élevé ou diminuer, puis réaugmenter. Le diagnostic de colonisation par H. pylori peut être porté par une seule sérologie si elle est franchement positive. En cas de résultat douteux ou de discordance avec une autre méthode de diagnostic, il est sage de pratiquer une seconde sérologie 15 à 30 jours plus tard avec le même ELISA (cas d’une infection récente ou d’un patient ayant une réponse faible), et/ou de pratiquer un second test utilisant un antigène différent (cas d’une souche infectante ayant un profil antigènique très différent de la préparation antigènique utilisée).
Les deux méthodes indirectes ont l’avantage de ne pas nécessiter d’endoscopie et d’être des méthodes dites « globales » c’est-à-dire qui explorent la totalité de la muqueuse gastrique. Elles sont sensibles et spécifiques et permettent un suivi de l’infection. Elles ont l’inconvénient d’être des méthodes indirectes qui ne permettent pas l’isolement des bactéries.

Test respiratoire à l’urée marquée ou « ureabreath tests C-13 »

Ce test repose sur l’hydrolyse de l’urée marquée rendue possible par la quantité d’uréase produite par H. pylori. Une hydrolyse rapide produit du CO2 marqué qui est absorbé puis transmis aux poumons et rejeté par expiration. On se base donc sur la détection des métabolites et l’hydrolyse de l’urée dans la respiration. Ce test permet une estimation semi-quantitative de l’infection.
L’efficacité de ce test est proche de 95% [119]. L’innocuité de ce test permet de le répéter à volonté et donc de l’utiliser pour le dépistage et le suivi des sujets infectés après traitement. Il permet en effet de confirmer l’éradication du germe ou, au contraire, la persistance de l’infection, et d’éviter ainsi une endoscopie de contrôle qui est invasive [63].

Tests invasifs

Elles consistent à pratiquer plusieurs biopsies de la muqueuse antrale ou fundique au cours d’un examen endoscopique et à rechercher les bactéries dans ces prélèvements biopsiques.

Prélèvement pour un examen bactériologique

Au cours d’une endoscopie gastrique, prélever plusieurs biopsies dans l’antre à environ 3 cm du pylore. Pour un contrôle d’éradication, prélever en plus au niveau du tiers supérieur du fundus. Les prélèvements doivent être adressés au laboratoire de bactériologie dans les trois heures qui suivent en conservant les biopsies dans un récipient stérile contenant 0,5 ml de bouillon thioglycolate ou d’eau physiologique stérile. Si le délai avant examen est compris entre 3 heures et 24 heures, il faut utiliser un milieu de transport de type Stuart. Si ce délai est supérieur à 24 heures, la biopsie doit être acheminée congelée dans un tube sec.
On doit envoyer également des biopsies en anatomopathologie. La recherche de H. pylori a pu être également proposée dans le suc gastrique obtenu par tubage, dans la salive ou dans les selles. Ces méthodes sont jusqu’à présent non validées pour le diagnostic standard.

Mise en évidence des germes

La mise en évidence se fait soit par test rapide à l’urée, soit par examen direct.
Test rapide à l’urée
Ce test repose sur la propriété de H. pylori de posséder une uréase très forte. Les avantages de ce test sont sa facilité et sa rapidité. On obtient la réponse en salle d’endoscopie en 20 à 30 minutes [74]. La limite de ce test est sa faible sensibilité. En effet, il faut un nombre de bactéries important (supérieur à 105/g) pour faire virer le test, ce qui limite son utilité pour le contrôle de l’éradication du germe après traitement, car dans ce cas H. pylori, même s’il n’a pas disparu, ne sera pas détecté par cette méthode.
L’amplification génique permet de mettre en évidence des fragments d’ADN de H. pylori directement sur du matériel biologique tel que biopsie gastrique, liquide gastrique, plaque dentaire, salive ou selles [57]. Cette méthode est connue pour sa rapidité, sa sensibilité et sa possibilité de mettre en évidence toutes les formes de H. pylori, y compris les formes coccoïdes non cultivables ou les bactéries mortes. Malgré ces points forts, c’est une technique qui a une faible disponibilité. La tendance actuelle est telle qu’on ne devrait plus se fier à un seul test pour faire le diagnostic de l’H. pylori mais plutôt à la combinaison de deux tests si cela est possible [118]. Le choix des tests dépend des conditions cliniques et des moyens disponibles dans le milieu.
Examen direct
La recherche de H. pylori par examen direct peut se faire au laboratoire de bactériologie ou au laboratoire d’anatomopathologie.

Laboratoire de bactériologie

Les biopsies sont, soit broyées, soit dilacérées stérilement au scalpel dans une boite de Pétri. Le produit est étalé sur une lame et classiquement coloré par la méthode de Gram. Les H. pylori apparaissent comme des germes spiralés à Gram négatif. Ils sont parfois rares ou groupés en « bancs de poissons ». La recherche à fort grossissement doit être suffisamment complète (observer 20 à 50 champs au moins). Des colorations spéciales peuvent être réalisées comme la coloration à l’acridine orange.

Laboratoire d’anatomopathologie

Les coupes sont colorées par diverses colorations, la plus répandue étant le Giemsa modifié (méthode de Romanovsky) ou la coloration argentique (méthode de Warthin et Stary).
Culture
C’est la méthode de référence. Elle est très spécifique mais peu sensible du fait du caractère « capricieux » des primo-cultures et des faux négatifs par erreur d’échantillonnage. La biopsie dilacérée ou broyée est ensemencée de préférence en milieu solide.
Le milieu est constitué d’une base gélosée (milieu Brucella, cœur-cervelle, Columbia, Wilkins-Chalgren ou Mueller-Hinton) additionnée de 10% de sang de cheval, mouton ou humain. Certains auteurs ont proposé de remplacer le sang par du sérum (de veau, de cheval ou humain). D’autres suppléments de croissance ou de détoxification ont été proposés (ß-cyclodextrine, charbon, amidon etc.). Les bases Columbia, Wilkins-Chalgrenou Mueller-Hinton additionnées de 10% de sang de mouton conviennent à la plupart des souches.
Des mélanges sélectifs peuvent être utilisés pour inhiber la croissance des contaminants occasionnels (flore buccale surtout). Le mélange de Skirrow proposé pour isoler les Campylobacter dans les selles peut être utilisé ainsi que le mélange de Dent et Mc Nulty à la cefsulodine.
L’atmosphère d’incubation doit être appauvrie en oxygène par rapport à l’air. En pratique, une concentration de 5% d’oxygène convient à la plupart des souches. Cette tension réduite en oxygène peut être obtenue dans des enceintes closes (jarres) avec des générateurs de CO2 ou de CO2 et d’hydrogène. En subculture, beaucoup de souches peuvent croître en atmosphère simplement enrichie en CO2 à 10%. L’atmosphère doit être humidifiée.
La température optimale de culture est de 37°C. En primo-culture, les colonies apparaissent en 3 à 12 jours sur gélose au sang. En subculture, la croissance est plus rapide (2 à 4 jours). Les primo-cultures doivent donc être incubées 12 jours et examinées chaque jour à partir du troisième jour. Certaines cultures dégénèrent rapidement. Il convient donc de démarrer les subcultures dès que les colonies sont visibles. Dans le cas de cultures pauvres, une subculture peut être tentée sur une petite surface de gélose (culture « en spot »). On peut également « ré-étaler les colonies » dans une autre zone du même milieu (à condition qu’il ne contienne aucun contaminant). Ces procédés favorisent la culture des souches difficiles. Une subculture en milieu liquide est possible dans un milieu à 10% de sérum additionné de 1% de ß-cyclodextrine. La culture en milieu diphasique avec une phase gélosée et une phase liquide supplémentées en sérum donne de bons résultats notamment pour mettre en évidence la mobilité, pour obtenir une masse bactérienne importante ou des produits bactériens relargués dans le milieu (toxine vacuolisante).
Identification
Les colonies de H. pylori sont petites (0,5 mm) ou en nappes, brillantes, non hémolytiques, oxydase et uréase positives. Elles poussent lentement en microaérophilie. A l’examen direct, les bactéries sont Gram négatif, spiralées ou arquées ou en forme de U ou de O. Dans les cultures âgées, des formes coccoïdes non cultivables apparaissent. H. pylori possède une oxydase, une catalase et une uréase très actives. Cette dernière enzyme peut être recherchée en milieu urée-indole de Ferguson; la mise en suspension d’une pointe de pipette de colonies dans quelques gouttes de milieu fait virer le milieu au rouge en quelques minutes.
Aucun diagnostic différentiel n’est à envisager. H. pylori est la seule bactérie retrouvée dans l’estomac humain avec H. heilmannii qui ne pousse pas dans ces conditions. De façon exceptionnelle, le diagnostic différentiel peut se poser avec des Campylobacter mais ces derniers sont uréase négative.

EPIDEMIOLOGIE

Transmission

Réservoirs

Réservoir humain

Les données actuelles suggèrent que H. pylori est une bactérie dont le réservoir principal est l’homme. H. pylori vit généralement dans l’estomac et cela peut être expliqué par des facteurs spécifiques de colonisation de l’estomac. L’uréase produite par l’H. pylori qui tamponne le micro-environnement acide de l’estomac lui permettant de résister à l’hostilité de l’acidité gastrique, la motilité de l’H. pylori qui lui permet de se faufiler dans le mucus recouvrant la muqueuse gastrique et enfin son adhérence aux récepteurs spécifiques (glucolipides) des cellules épithéliales antrales considérées comme des cibles de H. pylori. Cependant, comme les cellules antrales peuvent être trouvées aussi ailleurs que dans l’antre de l’estomac, l’H. pylori peut être présent ailleurs dans le tractus gastro-intestinal comme par exemple dans le fundus de l’estomac, le duodénum, l’œsophage, et même le rectum. Ainsi, en dehors de la muqueuse gastrique, la présence de H. pylori a pu être constatée dans la salive [84] et dans les selles [112;51]. Néanmoins, la bactérie pour l’instant n’a été bien isolée que dans la muqueuse gastrique de l’homme, les autres détections dans la salive et les selles n’étant qu’exceptionnelles [67].

Réservoir animal

On a évoqué aussi certains animaux comme réservoir de l’H. pylori notamment les primates (singes), le porc et le chat. L’existence d’un réservoir animal de l’ H. pylori à côté des primates est toujours hypothétique.

Réservoir environnemental

L’idée de réservoir environnemental de H. pylori est encore incertaine. Les tentatives de culture de H. pylori dans l’environnement n’ont pas donné des résultats probants. Cette bactérie est capable de survivre à basse température dans l’eau distillée saline ainsi que dans l’eau de mer mais devient non-cultivable après 1 à 3 jours à la température ambiante [127].
La possibilité que l’eau contaminée soit responsable de la contamination de l’H. pylori a été soulevée mais n’a pas été confirmée. Les études ont montré que le germe était difficilement cultivable avec les méthodes standards en milieu ambiant. Les formes cultivables de l’H. pylori ne survivent pas plus de 48 heures dans l’eau [70]. L’H. pylori peut donc être présent occasionnellement dans l’environnement mais sa culture serait très difficile.

Mode de transmission

S’il paraît maintenant certain que le mode de transmission de H. pylori est interhumain, la voie de transmission reste toujours hypothétique. Contrairement aux autres maladies infectieuses, l’étude de la voie de transmission de l’infection à H. pylori est quelque peu délicate à cause de son caractère asymptomatique dans la plupart des cas si bien qu’identifier, déterminer les expositions importantes et préciser le parcours de l’infection à partir de ses sources jusqu’à ses hôtes devient un exercice difficile [81].
Il y a des données supportant l’hypothèse de la transmission de personne à personne par voie orale-orale et fécale-orale, spécialement dans des populations avec incidence élevée d’infection à H. pylori dans l’enfance [41].
On reconnaît deux voies probables de transmission de personne à personne: la voie orale-orale que certains disent être prévalent dans les pays industrialisés et la voie fécale-orale suspectée être l’apanage des pays en voie de développement. Dans les pays développés, la diminution des infections par le contrôle de ces deux modes de transmission aurait contribué à la baisse des maladies ulcéreuses et du cancer gastrique [25].
Le tableau suivant résume les voies de transmission de l’infection ainsi que les arguments avancés par les auteurs.

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : RAPPELS SUR HELICOBACTER PYLORI
CHAPITRE I : GENERALITES SUR HELICOBACTER PYLORI
I-1- Classification
I-2-Taxonomie
I-3- Morphologie et structure de Helicobacter pylori
I-3-1-Morphologie de Helicobacter pylori
I-3-2-Structure chimique de Helicobacter pylori
I-3-2-1-Structure protéique
I-3-2-2-Structure de la paroi cellulaire
I-3-2-3-Génome
I-4- Biologie de Helicobacter pylori
I-4-1- Ecologie
I-4-2-PH
I-4-3- Conditions respiratoires
I-4-4- Conditions de température
I-4-5-Mode nutritionnel
I-4-6- Mobilité de Helicobacter pylori
I-5- Pathogénie de Helicobacter pylori
I-5-1-Facteurs de colonisation
I-5-2-Facteurs de pathogénicité de Helicobacter pylori
I-5-2-1- Protéine VacA
I-5-2-2- Protéine HP-NAP
I-5-2-3-Protéine CagA
I-6- Réactions immunitaires et locales que provoque Helicobacter pylori
I-6-1- Induction de l’inflammation
I-6-2- Réponse immunitaire générale
I-6-3- Perturbation de la régulation de la sécrétion gastrique
CHAPITRE II : HISTOIRE NATURELLE DE L’INFECTION
II-1 Pathologie
II-2 Gastrite
II-3 Dyspepsie non-ulcéreuse
II-4 Maladie peptique ulcéreuse
II-5 Cancer gastrique
CHAPITRE III : METHODES DE DIAGNOSTIC DE HELICOBACTER PYLORI
III-1 Tests non-invasifs
III-1-1 Sérologie
III-1-1-1 Prélèvement
III-1-1-2 Méthode
III-1-2 Test respiratoire à l’urée marquée ou « urea breath tests C-13 »
III-2 Tests invasifs
III-2-1 Prélèvement pour un examen bactériologique
III-2-2 Mise en évidence des germes
III-2-3 Laboratoire de bactériologie
III-2-4 Laboratoire d’anatomopathologie
CHAPITRE IV : EPIDEMIOLOGIE
IV-1 Transmission
IV-1-1 Réservoirs
IV-1-1-1 Réservoir humain
IV-1-1-2 Réservoir animal
IV-1-1-3 Réservoir environnemental
IV-1-2 Mode de transmission
IV-2 Prévalence de la maladie
IV-2-1 Outils d’étude épidémiologique
IV-2-2 Prévalence
IV-3 Facteurs de risque de l’infection à Helicobacter Pylori
IV-3-1 Facteurs socio-démographiques
IV-3-1-1 Age
IV-3-1-2 Sexe
IV-3-1-3 Situation socio-économique
IV-3-1-4 Education
IV-3-2 Habitudes de vie
IV-3-2-2 Alcool
IV-3-2-3 Prise des médicaments
IV-3-3 Facteurs environnementaux
IV-3-3-1- Qualité de l’eau
IV-3-3-2- Profession
IV-3-4 Autres facteurs
IV-3-4-1- Jus de canneberge
IV-3-4-2- Stress oxydant : une réaction de défense mutagène
IV-3-4-3- Effet du chocolat
DEUXIEME PARTIE : DONNEES ACTUELLES SUR LA PRISE EN CHARGE DE L’INFECTION PAR HELICOBACTER PYLORI
CHAPITRE I : INDICATIONS ACTUELLES DU TRAITEMENT D’ERADICATION
I-1 Traitements par AINS ou AFD
I-2 Reflux gastro-oesophagien (RGO)
I-3 Dyspepsie non ulcéreuse
I-4 Prévention du cancer gastrique ou de sa récidive
I-5 Pathologies extradigestives
CHAPITRE II : VOIES ET MOYENS D’ERADICATION DE HELICOBACTER PYLORI
II-1 Médicaments utilisés dans le traitement d’éradication de H.pylori
II-1-1 Antibiotiques
II-1-1-1- Métronidazole
II-1-1-2-Clarithromycine
II-1-1-3- Amoxicilline
II-1-1-4-Tétracyclines
II-1-1 5-Fluoroquinolones
II-1-1-6-Sels de bismuth
II-1-1-7-Rifamycines
II-1-2 Inhibiteurs de la pompe à protons (IPP)
II-2 Traitements probabilistes de première intention
II-3 Principale cause des échecs du traitement probabiliste de première intention
II-4 Traitements probabilistes de deuxième ligne
CHAPITRE III : RECOMMANDATIONS EN CAS D’ECHEC DES DEUX PREMIERS TRAITEMENTS
III-1 Antibiogramme classique
III-2 Tests de sensibilité moléculaires
III-3 Traitement de troisième ligne en cas d’échec des deux premières
CHAPITRE V : PERSPECTIVES THERAPEUTIQUES
CONCLUSION

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