Soutenance mémoire
Ultrastructure des stades intra-érythrocytaires et modifications structurelles de l’érythrocyte infecté
Compartiments intracellulaires du parasite et structures particulières
Comme tout eucaryote, Plasmodium possède plusieurs compartiments intracellulaires (figure 3). Il présente un noyau dont la membrane ne disparaît pas pendant la mitose (cryptogamie). P. falciparum possède un réticulum endoplasmique rudimentaire, cependant la présence d’un véritable appareil de Golgi est encore débattue. Outre la mitochondrie, le parasite possède un autre endosymbionte; l’apicoplaste qui contient l’ADN circulaire de 35kb, reliquat du génome de l’organisme intégré est très proche de l’ADN chloroplastique. L’apicoplaste est entouré d’une quadruple membrane lipidique. Le cytoplasme parasitaire est délimité par la membrane plasmique. Après l’invasion, le parasite reste dans sa vacuole parasitophore, qui plonge ses ramifications, en réseau de tubules et vésicules, dans le cytoplasme de l’érythrocyte pour former le Réseau Tubo-Vésiculaire (ou TVN). Au point d’initiation de l’invasion pourrait subsister un point de contact entre le TVN et la membrane plasmique de l’érythrocyte, ouvert sur le milieu extérieur: le » duct « . Il existe aussi un point de contact entre la membrane plasmique parasitaire et la membrane de la vacuole parasitophore, qui s’invaginent, toutes deux, pour former le cytostome. Ce dernier constitue une sorte de vésicule d’endocytose du c ytoplasme de l’érythrocyte, et est dirigé vers la vacuole digestive du parasite, où le contenu du cytoplasme érythrocytaire est dégradé (principalement l’hémoglobine) et l’hème polymérisé en hémozoïne, le pigment parasitaire.
Modifications structurelles de l’érythrocyte par le parasite
Le parasite modifie aussi l’érythrocyte lui-même. En effet, il m odifie la composition lipidique de la membrane plasmique érythrocytaire, ainsi que certaines protéines de la cellule hôte comme la bande 3 ou l a protéine 4.1. Il installe de nouveaux compartiments membranaires localisés sous la membrane plasmique érythrocytaire, les vésicules de Maurer. De plus, il exporte des protéines parasitaires dans le cytoplasme ou à la membrane érythrocytaire. D’autre part, il existe à la surface de la membrane érythrocytaire des structures semicristallines, denses, formant des protubérances, appelées « knobs ». P. falciparum est le seul des quatre espèces plasmodiales humaines à les posséder. Les hématies infectées portent les knobs au stade trophozoite âgé et schizonte. Ces « knobs » contribuent à la séquestration des érythrocytes parasités au niveau des capillaires périphériques et dans certains organes comme la rate, les poumons et le cerveau. Ceci explique que l’on ne détecte pas de parasites au stade de schizonte dans la circulation périphérique. Ce phénomène de séquestration est associé à la gravité des symptômes. En effet, l’obstruction des vaisseaux, même partielle, pourrait entraîner une surpression et une hypoxie locale (effet Sludge).
Mécanismes d’invasion des globules rouges
L’invasion érythrocytaire est un pr ocessus rapide gouverné par des interactions moléculaires entre les mérozoites et la surface des cellules hôtes. [31]. Les mérozoites s’attachent à la surface des globules rouges, se réorientent vers leur pôle apical ensuite il y a formation d’une jonction serrée entre l’hôte et la partie apicale constituant la vacuole parasitophore isolée. [31]
Chez P. falciparum des études avec des GR traités par des enzymes [27; 84] ou provenant de donneurs et dépourvus de certains antigènes de surface [48; 56; 23; 55] ont permis d’identifier un certain nombre de récepteurs érythrocytaires utilisés par les mérozoites lors de l’attachement. Ces récepteurs incluent les glycophorines A [76], B [23], C [45] en plus des récepteurs appelés X [23] Y [62], Z [25] et E [33]. La dépendance sur ces récepteurspour l’invasion est connue chez plusieurs parasites [23; 50; 10] aussi bien pour les souches de laboratoire que pour les souches provenant de patients [7; 54]. De plus chez certaines souches de laboratoire telles que W2mef et son clone Dd2 la dépendance à différents récepteurs pour l’invasion peut changer suivant aussi bien la perturbation au niveau du récepteur hôte [22] que la modification du ligand parasitaire auquel il s’attache. Le complexe apical qui est spécifique des Apicomplexa possède deux principaux corps vésiculaires terminés par des micronèmes et des rhopthries.
Deux familles de protéines parasitaires localisées au niveau de ces organelles seraient à l’origine de la dépendance de ces récepteurs aux différentes souches de parasites. La première famille est une homologue de la Duffy Binding Protein de P. vivax [1; 76] EBA 140 [84; 45] encore connu sous le nom de BAEBL [1] et EBA 181 [33] encore appelé JESEBL [1]. Les protéines EBA se lient aux résidus acide sialique des glycophorines A, C et au récepteur inconnu E respectivement sur la surface des globules rouges et sont sensibles au traitement par la neuraminidase sialidase [47; 33; 45; 77]. Le deuxième groupe de protéines sont de haut poids moléculaire et sont des homologues des reticulocytes binding proteins de P. vivax [28]. Il inclut les protéines Plasmodium falciparum Reticulocyte binding like Homolog-1(PfRh1) [62 ; 86], PfRh2a, PfRh2b [25 ; 61] et PfRh4 également connues sous le nom de NBP proteins-1, 2a, 2b et 4 [62 ; 61 ; 38]. PfRh1 se lie à la surface des GR via un récepteur inconnu appelé Y qui est acide sialique dépendant alors que les liaisons qui caractérisent PfRh2b (qui a s on récepteur inconnu appelé Z) et PfRh4 sont acide sialique indépendantes. La liaison caractéristique de PfRh2a n’est pas connue.
Il est également évident que pour la variabilité de l’expression des EBA fonctionnels et des PfRh dans différentes voies utilisées par le parasite, il y a un facteur qui peut soutendre l’utilisation des voies alternatives d’invasion [25 ; 86]. Les deux familles incluent également des pseudogènes proposés comme étant EBA 165 ( PFD1155w) [87] et PfRh3 (PFL2520w) [82] respectivement. Cependant, ils ne sont pas transcrits, n’apparaissant donc pas sous forme de protéines. La souche 3D7 de P. falciparum qui a été totalement séquencée [30] peut parasiter les GR par voie acide sialique dépendant, et acide sialique indépendant [25]. Des études antérieures ont montré avec succès la perturbation de l’expression de EBA 140 [45], EBA 175 [24], PfRh1, PfRh2a et PfRh2b [25] chez la souche 3D7 par la stratégie de suppression des gènes. Dans chaque cas il n y a pas eu de changement mesurable dans l’envahissement des GR normaux. Ceci démontre une possible abondance des voies d’invasion et que le rôle de chaque protéine n’est pas indispensable ou peut être compensé [25 ; 45 ; 24]. Les souches de 3D7ΔEBA-175, qui sont des clones de la souche 3D7, parasitent les GR traités par la chymotrypsine avec une réduction importante comparée à la souche parentale. Ceci suggère que EBA 175 est fonctionnel chez cette dernière et le phénomène observé est le résultat de la perturbation du gène. Le parasite mutant a un répertoire réduit de récepteurs potentiels de l’invasion [45 ; 24] bien qu’il y ait des récepteurs alternatifs et qui ne sont pas connus.
La perturbation des voies utilisant PfRh1, PfRh2a, ou EBA 140 chez 3D7 ne résulte pas d’une notable altération de la sensibilité de l’invasion même lorsqu’on utilise des globules rouges traités par des enzymes suggérant que ces protéines jouent un rôle moindre au niveau de la souche parentale [25 ; 45 ; 86]. Contrairement aux autres voies de suppression et la souche parentale de 3D7, le parasite 3D7ΔRh2b utilisent des récepteurs résistants à la chymotrypsine. [25] Ceci suggère que c’est une voie d’invasion qui n’est pas normalement utilisée par la souche parentale mais plutôt par la souche mutante. Il reflète le phénotype observé lorsque la fonction de EBA 175 est enlevée chez W2mef (un parasite qui est habituellement sensible à la neuraminidase) résultant d’une modification dramatique de l’invasion indépendante à l’acide sialique [63].
De nouvelles voies d’invasion utilisées par le parasite 3D7ΔRh2b ont été analysées, et ont suggéré que les changements du ligand récepteur dépendant des parasites sont dirigés par une hiérarchie d’interactions moléculaires ou non, au moins pour le cas de 3D7, par activation de nouveaux ligands. Ce mécanisme pourrait fournir aux parasites la capacité de s’adapter rapidement à la réponse immune dirigée contre les ligands d’une première invasion ou à un polymorphisme au niveau des récepteurs du globule rouge.
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Table des matières
Introduction
Rappels Bibliographiques
I. Epidémiologie
I.1. Agent pathogène
I.2. Vecteur
I.3. Mode de transmission
I.4. Cycle évolutif
I. 4.1 Le stade tissulaire ou la schizogonie hépatique
I. 4.2 Le stade sanguin ou schizogoie érythrocytaire
I. 4.3 La sporogonie
II. Invasion érythrocytaire
II. 1. Ultrastructure du mérozoïte et processus d’invasion de l’érythrocyte
II. 2. Ultrastructure des stades intra-érythrocytaires et modifications structurelles de l’érythrocyte infecté
II.2.1. Compartiments intracellulaires du parasite et structures particulières
II.2.2. Modifications structurelles de l’érythrocyte par le parasite
II. 3. Mécanismes d’invasion des globules rouges
III. Le Génome
III. 1. Structure et composition
III. 2. Structure des chromosomes
III. 3. Les protéines
III. 4. Ploïdie génomique
III. 5. Mécanismes intervenant dans le polymorphisme
III. 6. Gène EBA-175
IV. Symptomatologie du paludisme à Plasmodium falciparum
IV. 1. L’accès « simple » à P. falciparum
IV. 2. L’accès pernicieux
IV. 3. Le paludisme viscéral évolutif à P. falciparum
IV. 4. La fièvre bilieuse hémoglobinurique
V. Diagnostic biologique
V.1. Frottis sanguin et Goutte épaisse
V.2. Les tests rapides
V.3. Le QBC ou «Quantitative Buffy Coat »
V.4. Méthodes immunologiques
VI. Traitement
VII. Prophylaxie
VII.1. Chimioprophylaxie
VII. 2. Lutte anti-vectorielle
VIII. Système sanguin ABO et paludisme
VIII.1. Structure des érythrocytes
VIII.2. Les antigènes érythrocytaires
VIII.3. Système ABO et paludisme
Deuxième partie
I. Méthodologie
I.1. Justificatifs
I.2. Cadre de l’étude
I.3. Population d’étude
I.4. Prélèvement
I.5. Extraction de l’ADN de P. falciparum
I.6. Amplification du gène EBA-175
I.7. Détermination du groupe sanguin par la méthode de Simonin
I.8. Analyse statistique
II. Résultats
II.1. Les caractéristiques de la population d’étude
II.2. La densité parasitaire et âge
II.3. Le génotypage de EBA 175
II.4. La distribution des groupes sanguins
II.5. Distribution des fragments F et C selon le groupe sanguin
II. 6. La température corporelle et densité parasitaire
II. 7. Relation entre le type de fragment et l’âge
II. 8. Relation entre le groupe sanguin et la densité parasitaire
II. 9. Relation entre le groupe sanguin et la température
II. 10. Relation entre les allèles de EBA 175 et le sexe, la densité parasitaire, la température
III. Discussion
Conclusions
Conclusion
Références Bibliographiques
Bibliographie
