Malassezia pachydermatis et les oreilles des chiens et des chats

Aspect de la forme filamenteuse : une forme étudiée uniquement in vitro

Beaucoup d’auteurs n’ont pu observer de M. pachydermatis que son aspect levuriforme et caractérisaient donc l’espèce comme ne formant ni mycelium, ni pseudomycelium (11, 18, 48, 54, 160, 176, 185, 187, 210, 254, 258, 283). Dans des conditions particulières, c’est-à-dire in vitro sur milieu enrichi en cholestérol (94, 237) et placée en aérophilie ou mieux en microaérophilie [5% O2, 10% CO2 et 85% N2] (94), il semble que cette levure soit capable d’émettre des pseudohyphes (97) ou de rares hyphes (237), mais cela reste très délicat. Ces filaments resteront de taille plus réduite que ceux produits dans les mêmes conditions par M. furfur (94).Euzéby (91) émet l’hypothèse qu’in vitro la morphologie des levures du genre Malassezia serait très instable et le passage de la forme filamenteuse à la forme levure très fréquent, d’où la difficulté de son observation. L’étude de ces formes filamenteuses reste très liée aux observations de M. furfur et M. globosa chez lesquelles les hyphes sont considérés in vivo comme des formes d’invasion lorsque le champignon passe de la vie saprophyte à la vie parasitaire (68). Néanmoins, contrairement à ce qui a été observé chez ces espèces (14, 91, 93, 97), aucun auteur n’a encore mis en évidence d’hyphes de M. pachydermatis in vivo sur des lésions. Guillot (131) émet pourtant un doute suite à l’observation d’un prélèvement fait sur l’abdomen d’une chienne Beagle en lactation chez laquelle il a pu être observé des filaments mycéliens d’origine inconnue.Sans identification plus avancée, il est impossible de conclure. L’auteur se demande si les changements de constitution chimique de la peau sous influence hormonale lors de la gestation, associés aux traumatismes qu’infligent les chiots lors de la tétée, ne constitueraient pas un milieu favorable au développement in vivo de filaments de M. pachydermatis.

Intérêt de l’ajout d’un antibiotique, d’un antifongique ou de vitamines

L’ajout d’un antibiotique au milieu de culture [selon la littérature, essentiellement gentamicine ou chloramphénicol] est pratiqué par certains auteurs [tableau 3]. Ceci permet en effet d’éviter que des bactéries ne puissent inhiber le développement des levures ou ne perturbent, par leur présence en trop grand nombre, l’identification des organismes. Néanmoins, différentes études ont montré que certaines bactéries ne perturberaient pas la croissance de M. pachydermatis (111) et qu’au contraire les Staphylocoques par exemple favoriseraient son développement (48, 91, 309). Euzéby l’explique en réussissant, par l’ajout d’acide nicotinique [100 ng/mL], à reproduire le même effet euphorisant que donne aux levures une colonie de Staphylocoques. Il existe en fait une sorte de symbiose entre les deux entités, chacune se servant des produits métaboliques de l’autre pour sa propre croissance (171, 290).L’acide nicotinique est aussi appelé vitamine PP, c’est la seule vitamine utile à la croissance de la levure, elle est même indispensable à certaines souches (171). D’autres vitamines ont été testées mais sans donner d’effet : la biotine [vitamine H], l’acide folique [vitamine M], le méso-inositol [vitamine Bios I], l’acide pantothénique [vitamine B5], la pyridoxine [vitamine B6], la riboflavine [vitamine B2], la thiamine [vitamine B1] par exemple (171). L’utilisation de cyclohéximidine [Actidionend] est intéressante puisqu’elle permet d’inhiber le développement de champignons dits « contaminants » dans le milieu. L’avantage est même double puisque non seulement la lecture sera facilitée, mais de plus l’effet antifongique serait inverse sur Malassezia pachydermatis puisque certains auteurs (18, 91, 161, 185, 305), décrivent une augmentation du rendement de croissance de la levure en présence de cette molécule. d. Intérêt de la supplémentation en acide gras à longue chaîne.

Nous avons vu que M. pachydermatis n’a besoin pour se développer que d’acides gras à courtes chaînes qu’elle trouve en quantité restreinte mais suffisante sur des milieux comme celui de Sabouraud classique (283). Pourtant, cette indépendance est à relativiser. En effet, Kiss et ses collaborateurs ont constaté que la croissance de M. pachydermatis était augmentée avec supplémentation de 2 % d’huile de germe de maïs (171). Ainsi, les souches supplémentées forment encore des colonies, certes plus petites, au bout d’une semaine alors que celles non supplémentées prennent déjà une coloration brun-noirâtre (171).De même, différents auteurs ont pu constater que les repiquages répétés sont plus difficiles sur milieu non supplémenté en acides gras à longue chaîne et que la perte de souches dans ces conditions y est alors fréquente (48, 91, 131, 135, 214, 253). Cette différence de croît est démontrée statistiquement au seuil de 5 % à partir d’une étude portant sur deux lots de prélèvements issus des mêmes individus (214) et cultivés l’un sur milieu simple, l’autre sur milieu supplémenté de 1 % d’huile d’olive [figure 16]. Certains auteurs ont pu remarquer des phénomènes identiques d’optimisation avec une supplémentation du milieu en Tweens 40 et 60 (177, 200, 253). Cela est plus variable avec les Tweens 20 ou 80 ; puisque selon les souches, soit les molécules ne procurent aucun effet bénéfique (64), soit au contraire ont à des concentrations très élevées un effet néfaste sur la croissance (135b). L’ajout d’extrait de ces mêmes levures [notamment de leurs propres acides gras] optimiserait leur croissance (91, 200) avec par exemple un développement en 24 heures sur un milieu de Sabouraud supplémenté d’extrait de levure (200).Néanmoins, l’apport en acides gras ne doit pas être excessif puisque Euzéby (91) rapporte qu’un excès d’huile est néfaste au développement des Malassezia. Aussi, s’il y a supplémentation, celle-ci reste de l’ordre de 1 à 2 % (94, 131, 135, 214) jusqu’à 10 % (255) et se fait en général grâce à un rajout d’huile d’olive (52, 53, 91, 131, 214), de noix de coco (52, 53) ou de lait en poudre (242). De plus, tous les acides gras ne semblent pas convenir, il en existe en effet dans le cérumen des chiens qui inhiberaient le développement de micro-organismes (154), résultats qui corroborent d’autres travaux qui notaient déjà une activité bactéricide et fongicide de certains acides gras du cérumen humain (55, 227).

L’adhérence aux cellules de l’hôte n’est pas une démonstration du pouvoir pathogène.

Bond et ses collaborateurs ont pu montrer que M. pachydermatis a le pouvoir de se fixer à la surface de cellules épithéliales de la couche cornée (32, 39, 311). Nous savions que l’adhérence aux cellules de l’hôte est une étape primordiale qui devance toujours la germination ou la colonisation pour les levures des autres espèces (294). Il peut donc être envisagé un effet pathogène via cette fixation. Cette hypothèse est encore plus vraisemblable si nous la rapprochons aux travaux faits sur M. furfur chez qui cette adhérence est plus forte chez les patients malades que chez les sains (24). Les études traitant du phénomène se sont donc précisées.

Nous savons désormais que la levure semble adhérer plus sur les cellules issues de chats que de chiens ou d’humains (41), ce félin étant pourtant moins affecté par la levure. Nous savons de plus que cette adhérence augmente lors de température cutanée élevée, qu’elle ne semble pas affecter par la présence de staphylocoques (138b) et qu’elle est maximale au bout de deux heures de contact in vitro. Cependant des études récentes viennent nuancer cette hypothèse pathogénique. En effet, il n’existe pas de corrélation entre signe clinique et importance de l’adhésion des levures (32, 271), ainsi M. pachydermatis semble par exemple se fixer en plus grand nombre sur des cellules provenant de Bassets Hound sains que sur celles provenant de Bassets Hound envahis par la levure et séborrhéiques (32).

La réussite de l’épreuve thérapeutique comme preuve du pouvoir pathogène.

L’épreuve thérapeutique est utilisée en pratique lorsque le praticien ne peut pas avoir de certitude quant à l’étiologie d’une pathologie. Une hypothèse est donc faite, un traitement est prescrit, s’il amène des résultats, c’est que le diagnostic supposé était le bon. De ce fait, M. pachydermatis est parfois considérée comme la cause de troubles car un traitement antifongique seul amène une amélioration rapide. 60 Cette conclusion peut paraître hâtive.

En effet, le traitement appliqué peut avoir par exemple un autre effet qu’antifongique stricte ; il a été démontré par exemple que le kétoconazole, souvent employé comme antifongique, a aussi des vertus anti-inflammatoires (215). D’autre part, certains traitements agissent uniquement sur le milieu et permettent pourtant la disparition de la levure. Il a été montré par exemple qu’un traitement antibiotique seul peut avoir parfois un effet clinique sur des dermatites avec forte prolifération de M. pachydermatis (218). De même un traitement à base d’application d’une solution acide [pH = 4,9] sur des otites externes assècherait l’épithélium et suffirait à réduire la quantité de levures (119). Alors si en rétablissant uniquement les constantes du milieu nous arrivons à faire disparaître ces levures, que penser de leur pouvoir pathogène ?

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Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES, Malassezia pachydermatis et les oreilles des chiens et des chats
I. Systématique et historique de Malassezia pachydermatis.
A. Généralités
B. Place actuelle de Malassezia pachydermatis dans la nomenclature : les Deuteromycètes Blastomycètes.
1. Les Deutéromycètes.
2. Dans les Blastomycètes
3. Certaines caractéristiques la rapprocheraient pourtant plus des Basidiomycètes.
C. Origine du nom de Malassezia pachydermatis
1. Malassezia et Pityrosporum, deux noms pour un même genre.
2. M. rhinocerosum, M. pachydermatis et M. canis sont synonymes.
D. Sept biotypes différents pour Malassezia pachydermatis.
II. Description de Malassezia pachydermatis : morphologie, biologie et conservation.
A. Description de M. pachydermatis.
1. La colonie de Malassezia pachydermatis : deux aspects possibles.
2. Etude morphologique et structurale de la levure.
2.1. Morphologie de la levure.
2.2. Aspect de la forme filamenteuse : une forme étudiée uniquement in vitro.
2.3. Observation au microscope électronique.
B. Biologie : assimilations, utilisation des nutriments et milieux de culture.
1. Assimilation et utilisation des nutriments.
1.1. Assimilation du carbone et des nitrates.
1.2. Activité enzymatique.
2. Milieux de culture : Malassezia pachydermatis, une levure lipophile
non lipodépendante.
2.1. Nature du milieu.
a. Un bon développement dans des milieux usuels.
b. Un développement plus hasardeux sur des milieux à base de tissus.
♦ Intérêt de l’ajout d’un antibiotique et d’un antifongique.
♦ Intérêt de la supplémentation en acide gras à longue chaîne.
2.2. Températures et durées d’incubation.
a. À température faible, temps d’incubation long.
b. Températures et durées d’incubation optimale.
2.3. Admosphère d’incubation.
C. Conservation des souches.
1. La conservation par repiquage.
2. La conservation par le froid.
3. La conservation par lyophilisation.
III. Les quatres autres espèces de Malassezia décrites chez le chien et le chat.
A. Les autres espèces observées chez le chien et/ou le chat.
B. Critères de diagnose.
1. Différentes méthodes ont été proposées.
1.1. La diagnose morphologique est peu fiable.
1.2. La diagnose par l’étude des propriétés biologiques.
♦ Différence de dépendance vis-à-vis des acides gras à longue chaîne
du milieu de culture.
b. Différence d’activité biochimique.
c. Différence de croissance sur milieu supplémenté en Tweens.
1.3. La diagnose par étude du génome.
a. L’analyse chimique du génome :
b. La séquence d’ADN :
♦ Étude du caryotype par électrophorèse :
♦ Différence démontrée par RADP et PCR.
♦ Un protocole associe propriétés biochimiques et développement sur milieu
supplémenté en Tweens.
IV. Prévalence de Malassezia pachydermatis dans les oreilles chez le chien et le chat.
A. Prévalence de M. pachydermatis dans les oreilles du chien.
♦ Les études traitant de la prévalence sont nombreuses.
♦ Les facteurs pouvant faire varier les résultats sont nombreux.
2.1. Les facteurs épidémiologiques :
♦ Facteurs de variation liés au lieu de l’étude
♦ Facteurs de variation liés à une éventuelle répartition temporelle.
♦ Facteurs de variation liés à des prédispositions individuelles : race,
sexe, âge, port des oreilles, propreté du conduit auditif, mode de vie.
2.2. Des facteurs de variation liés à l’expérimentateur et à sa méthode :
♦ Facteurs de variation ayant pour origine la méthode de culture :
milieu employé, température et durée d’incubation.
♦ Facteur de variation lié à la définition du terme d’otite externe.
♦ Facteur de variation lié à la durée d’évolution de la maladie.
♦ Facteur de variation lié au traitement des données statistiques.
B. Prévalence de Malassezia pachydermatis dans les oreilles de chat.
1. Prévalence dans les oreilles de chats sains.
2. Prévalence dans les oreilles de chats atteints d’otite externe.
V. Mise en évidence et rôle de Malassezia pachydermatis dans la pathologie.
A. Mise en évidence de M. pachydermatis.
1. Le prélèvement.
2. La coloration.
3. La mise en culture.
4. La couleur du cérumen oriente-t-elle le diagnostic ?
4.1. Présence de M. pachydermatis et couleur du cérumen chez le chien.
4.2. Présence de M. pachydermatis et couleur du cérumen chez le chat.
B. Malassezia pachydermatis : un rôle très controversé dans l’étiologie des otites externes.
1. Arguments invoqués reniant un quelconque pouvoir pathogène.
♦ Lors d’otite externe, la levure est rarement le seul agent isolé.
♦ La prévalence n’est pas toujours différente entre oreilles saines et malades.
♦ La contagion n’a jamais été démontrée à ce jour.
2. Arguments invoquant l’existence d’un pouvoir pathogène.
♦ Sa présence en monoculture, preuve de sa pathogénie.
♦ Une relation a été faite entre la présence et le nombre de levure observée.
♦ L’adhérence aux cellules de l’hôte n’est pas une démonstration
du pouvoir pathogène.
♦ La réussite de l’épreuve thérapeutique comme preuve de pouvoir pathogène.
C. Malassezia pachydermatis : une pathogénie encore inconnue.
1. L’effet pathogène de la levure est reproductible expérimentalement.
2. Le mode d’action est encore inconnu.
D. Cette levure pourrait-elle être agent de zoonose ?
VI. Les Moyens de lutte contre M. pachydermatis chez les chiens et les chats.
A. Les molécules utilisables dans la lutte vis à vis de M. pachydermatis.
1. Les antiseptiques.
2. Les antifongiques strictes
2.1. Diverses familles sont utilisables.
a. De nombreuses molécules appartiennent à la famille des dérivés azolés.
b. Quelques molécules de la famille des Allylamines.
2.2. In vivo, les dérivés azolés sont fréquemment utilisés.
2.3. Effets indésirables et contre-indication à l’utilisation des dérivés azolés.
3. Les antibiotiques ayant une action antifongique sur M. pachydermatis.
3.1. Différents antibiotiques peuvent être employés.
A. La nystatine.
B. L’amphotéricine B.
C. La pimaricine : un autre type d’antifongique
D. La mupirocin : autre antibiotique à caractéristique anti-Malassezia
3.2. Mode d’action des antibiotiques.
3.3. Des effets secondaires inexistants par voie locale.
B. Efficacité et association des différents molécules.
1. Des composés efficaces, peu de résistance décrite.
2. L’association à d’autres molécules améliore parfois l’efficacité in vivo.
C. Traitement prophylactique.
Conclusion de la première partie
DEUXIEME PARTIE : DONNEES EXPERIMENTALES. Étude statistique de la prévalence de Malassezia pachydermatis à partir d’un échantillon de 250 chien et de 250 chats.
I. Matériel et Méthode.
A. Les animaux : 250 chiens et 250 chats tout venant.
1. L’effectif.
2. La durée de l’étude.
B. La méthode : examen complet de l’oreille externe, prélèvement pour calque
et mise en culture.
1. Recueil des commémoratifs : mode de vie, port des oreilles, traitements antérieurs.
2. L’examen clinique de l’oreille permet son classement selon son degré d’atteinte.
2.1. Examen à distance.
2.2. Examen otoscopique.
♦ Examen de laboratoire : un prélèvement permettra la réalisation d’un calque
et d’une mise en culture.
3.1. Coloration des lames au bleu de toluidine.
3.2. Ensemencement et milieux de culture.
3.3. Lecture des calques à l’immersion.
3.4. Examen des cultures.
C. Analyse des données.
1. Différentiation mâle et femelle.
2. Répartition en classe d’âge.
3. Répartition selon l’atteinte clinique de l’oreille.
♦ Répartition selon une note moyenne de présence de M. pachydermatis
au calque et après culture.
II. Résultats
A. Caractéristique de l’échantillon
1. Un échantillon de 500 oreilles de chien.
2. Un échantillon de 500 oreilles de chat.
B. Quelle est la prévalence de M. pachydermatis dans les oreilles saines, dans les oreilles sales ou dans les oreilles atteintes d’otite externe ?
1. Prévalence de M. pachydermatis dans les oreilles saines de chien et de chat.
2. Prévalence de M. pachydermatis dans les oreilles sales du chien et du chat.
3. Prévalence de M. pachydermatis dans les otites du chien et du chat.
C. Sans tenir compte de l’état sanitaire des oreilles, y a-t-il une différence
de prévalence de M. pachydermatis entre les chiens et les chats ?
D. En fonction de l’état sanitaire, y a-t-il une différence de prévalence
de M. pachydermatis entre les chiens et les chats ?
1. À partir d’oreilles saines, y a-t-il une différence de prévalence
entre les chiens et les chats ?
2. À partir d’oreilles sales, y a-t-il une différence de prévalence
entre les chiens et les chats ?.
3. À partir d’oreilles atteintes d’otite externe, y a-t-il une différence de prévalence
entre les chiens et les chats ?
E. Y a-t-il une relation entre atteinte clinique et présence de Malassezia pachydermatis ?
1. Chez le chien.
2. Chez le chat.
F. Y a-t-il une différence liée au sexe dans le portage de la levure ?
1. Chez le chien : pas de différence significative au seuil de 5%.
2. Chez le chat : pas de relation entre sexe et port de la levure.
G. Y a-t-il une différence de prévalence en fonction de l’âge de l’animal ?
1. Chez le chien, l’âge n’intervient pas.
2. Chez le chat, l’âge n’intervient pas.
H. Y a-t-il une différence liée au port des oreilles dans la prévalence de M. pachydermatis ?
1. En prenant en compte l’ensemble de notre échantillon : pas de différence significative.
2. En tenant compte de l’état sanitaire des oreilles : pas de différence significative.
I. Y a-t-il une colonisation accrue chez les animaux qui vient avec d’autre carnivores
domestiques ?
1. Chez le chien, la présence d’un autre carnivore n’intervient pas.
2. Chez le chat, la présence d’un autre carnivore n’intervient pas.
J. Y a-t-il une corrélation entre la note obtenue par le calque et celle obtenue par la culture ?
1. Calque et culture sur les oreilles de chiens.
2. Calque et culture sur les oreilles de chats.
3. Calque et culture sur les 1000 prélèvements.
III. Discussion
A. Une prévalence comparable à beaucoup d’études.
B. Une prévalence différente selon l’espèce pour les oreilles saines.
C. Une prévalence qui est influencée par l’atteinte clinique.
D. Une différence selon le port des oreilles de chien uniquement pour les oreilles malades.
E. Pas de différence liée au sexe quelle que soit l’espèce étudiée.
F. Pas de différence selon le mode de vie isolé ou non à d’autres carnivores domestiques.
G. Pas de différence significative selon la méthode de diagnostic.
CONCLUSION
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES