L’organisation de la lutte contre les salmonelles

SALMONELLES ET SALMONELLOSES

Contamination interne des oeufs (lors de la contamination verticale)

L’émergence des Salmonelles en tant que cause principale de salmonellose humaine dans de nombreux pays est attribuée à cette capacité de coloniser le tissu ovarien des poules et d’être présent dans le contenu d’oeufs en coquille intacts. La contamination interne des oeufs semble résulter essentiellement de la capacité des souches de salmonelles à coloniser les tissus reproducteurs (ovaire et partie haute de l’oviducte).Il s’agit essentiellement de Enteritidis, mais aussi de Heidelberg ( 58). D’après COGAN et al. ( 31), il semble que la capacité à se multiplier à l’intérieur des oeufs soit en rapport avec la possession de structures de surface, telles que les fimbriae, les curli fimbriae, les longues fimbriae polaires, les fimbriae codées par les plasmides, ainsi que les flagelles. Les souches de Salmonella Enteritidis dépourvues de flagelles sont incapables de se multiplier dans l’oeuf de poule. Celles dépourvues des curli fimbriae, dont celles du type phagique PT6, présentent une forte prolifération dans certains oeufs, mais nettement moins que celles qui sont pourvues de ces fimbriae. Il semble qu’avant la ponte, des facteurs internes à l’oeuf puissent contrôler les salmonelles.

En effet, si une moyenne de 30p. cent des oeufs en formation dans l’oviducte de poules infectées contient des salmonelles, ils ne sont plus que 0 à 0.6 p. cent juste après la ponte ( 84). GAST et al. ( 57) ont étudié la fréquence, le niveau de contamination et la localisation des salmonelles dans les oeufs de poules contaminées par voie orale, aéroportée par aérosol ou intraveineuse. Ils n’ont pas observé de différence significative entre les 3 voies d’inoculation pour ces trois critères. Dans les 3 cas, les salmonelles sont retrouvées plus souvent dans le jaune (à une fréquence entre 4 et 7 p. cent) que dans l’albumen (0 à 2 p. cent). Pour plus de 73 p. cent des oeufs contaminés, il est retrouvé moins de 1 CFU/ml, et seulement 3 p. cent des oeufs contaminés contiennent plus de 100 CFU/ml. Ces fortes contaminations concernent essentiellement les oeufs de poules contaminées par voie intraveineuse.

Si la surface externe de la coquille n’offre aucune possibilité de multiplication bactérienne, après la ponte, le contenu de l’oeuf semble être un milieu plus favorable à la multiplication des salmonelles. Elles ne peuvent pas se multiplier dans le blanc d’oeuf en raison du manque de nutriments Leur diffusion dans l’oeuf et leur multiplication se produit à la faveur de la diminution des moyens de défense de l’oeuf (vieillissement avec diminution de la viscosité, affaiblissement de la membrane vitelline) ainsi que d’une température favorable (température ambiante). La membrane vitelline, qui sépare le blanc du jaune, est riche en collagène et entourée d’une couche de glycoprotéines. Le glucose du blanc d’oeuf réagit avec ces protéines augmentant progressivement la perméabilité de cette membrane durant le stockage à température au dessus de 6°C. Ceci libère des constituants du jaune qui vont permettre l’invasion par la bactérie après environ 21 jours à 20°C, et permettre de fortes concentrations en germes (jusqu’à 106 UFC par ml d’oeuf), ainsi que la contamination d’environ 7 p. cent des oeufs à l’étalage. ( 31) Dans ce cas de figure, l’intoxication alimentaire peut se produire, même en l’absence de toute faute de préparation et de stockage.

Diagnostic bactériologique

C’est le plus fiable, il permet d’étayer une suspicion et de déterminer l’antibiogramme. C’est la méthode utilisée dans le cadre réglementaire du dépistage. Il permet de déterminer la prévalence des animaux excréteurs. Il est fondé sur l’isolement, l’identification et le typage de la salmonelle, soit sur des prélèvements animaux soit sur des échantillons environnementaux (fientes caecales, écouvillons cloacaux, échantillons de couvoir tels que duvets, méconium, poussins mortnés, chiffonnettes, fond de boîte). La recherche bactériologique est très sensible au début de l’infection lorsque l’excrétion est importante, elle est moins efficace lorsque seul un petit nombre d’animaux excrètent de façon intermittente. Elle est également moins efficace lorsque les animaux sont vaccinés et excrètent soit des souches vaccinales soit moins de germes (35).

Diagnostic sérologique

L’infection salmonellique entraîne une réponse du système immunitaire avec une production d’anticorps et activation d’une réponse cellulaire. Les anticorps sont détectables dans le sérum des animaux infectés. La surveillance sérologique est basée sur les mêmes critères statistiques que la surveillance bactériologique. Elle permet de déterminer la prévalence des animaux sérologiquement positifs. Elle peut-être utilisée conjointement à la méthode bactériologique de manière à améliorer la sensibilité des résultats.

En effet, les anticorps peuvent persister plusieurs mois durant, alors que l’excrétion bactérienne est devenue très faible. A l’inverse, au début de l’épisode infectieux, les anticorps sont à des taux encore très bas, et un cheptel infecté pourrait échapper à un dépistage sérologique. Il faut noter que l’usage de la vaccination peut conduire à l’obtention de résultats sérologiques positifs en l’absence de méthode analytique discriminante pour les salmonelles vaccinales de même sérogroupe. Les tests sérologiques sont très sensibles et moins coûteux que les recherches bactériologiques, mais tout résultat sérologique positif doit être confirmé par la bactériologie. Les anticorps recherchés sont les Ac anti-LPS et les Ac-antiflagelles. Ils ne sont donc pas entièrement spécifiques de Salmonella Enteritidis et Typhimurium.

Sélection des races de poules pondeuses

Les races sont créées par quelques sélectionneurs (voir Tableau 16) qui travaillent pour l’amélioration zootechnique de l’espèce, par la modification de son patrimoine génétique et l’adaptation aux tendances économiques, le but étant de produire un oeuf de qualité au moindre coût, en accroissant le nombre des oeufs par poule pondeuse, mais aussi en accroissant la résistance aux infections.. Les critères de sélection sont nombreux et variés. Outre les performances de croissance et de ponte, la solidité de la coquille, l’âge de la maturité sexuelle, l’efficacité alimentaire (indice de consommation) et la composition corporelle (rendement en muscles pectoraux, adiposité) sont pris en compte en sélection.

L’évolution du potentiel génétique des animaux est permanente et rapide. La recherche sur la résistance des poules aux salmonelles existe et concerne surtout la résistance au portage de salmonelles afin de limiter les porteurs sains qui hébergent les bactéries pendant plusieurs semaines sans exprimer le moindre symptôme et que l’on ne distingue des congénères sains qu’au prix d’analyses approfondies. Une autre approche tournée vers la résistance aux maladies en général, vise à sélectionner les animaux sur la réponse en anticorps, la réponse cellulaire, les capacités de phagocytose, les capacités bactériostatiques de l’oeuf, ou d’autres mécanismes généraux de résistance. ( 15)

Le rôle du sélectionneur consiste à maintenir des lignées pures, à élargir des lignées pures désignées et à créer des lignées croisées. Il se charge du développement des trois premières générations d’oiseaux et diffusent les produits de la multiplication de leurs lignées, par la vente d’oeufs à couver ou de poulets d’un jour (production des trois premières générations de poulets de type ponte). Une race est particulièrement représentée au niveau de la production française : il s’agit de l’ISA Brown de chez MERIAL produisant des oeufs bruns. La sélection sur les poules pondeuses expliquerait au moins la moitié des gains d’oeufs obtenue entre 1960 et 1994, le nombre d’oeufs pondus en 47,5 semaines étant passé de 194 à 284 ( 15)

Les poussins et le couvoir

Au couvoir, la production de poussins est conduite dans un environnement sanitaire qui ne permet pas la transmission de la flore digestive des adultes, alors que les poussins couvés naturellement sont probablement colonisés très rapidement par les micro-organismes de la mère. La transmission horizontale des germes pathogènes entre poussins au couvoir peut se faire de manière très importante à plusieurs niveaux : dans la salle d’éclosion, dans la salle de tri, dans les caisses en plastique servant à la livraison, entre poussins, etc. Une salmonelle invasive telle que Enteritidis pourra essaimer largement, par l’intermédiaire du duvet par exemple ( 133). Le système immunitaire adaptatif du poussin est immature et ne lui permet pas de se défendre activement contre la colonisation par les salmonelles. Le démarrage est un stress pour les poussins, la mise en oeuvre d’un traitement préventif à base d’antibiotiques peut ralentir l’installation de la flore digestive normale.

Des équipes de recherches ont toutefois mis en évidence un mécanisme inné exploitable pour leur protection : la colonisation inhibition. La colonisation intestinale par certaines souches bactériennes empêche en effet la surinfection par d’autres souches du même genre par un phénomène d’exclusion compétitive spécifique ( 151). L’idéal serait de pouvoir vacciner dans l’oeuf. Mais cette éventualité est encore lointaine et les bonnes pratiques hygiéniques restent la base de la lutte contre ces contaminations. En conclusion, l’éclosoir est le l’endroit où doit absolument être maîtrisé le risque de contamination des poussins par les salmonelles, bien avant de songer à la prophylaxie vaccinale ou par les flores de barrière. Sans cette maîtrise à la base, tous les moyens de lutte resteraient peu efficaces.

Table des matières

INDEX DES TABLEAUX
INDEX DES FIGURES
LISTE DES ABREVIATIONS UTILISEES
INTRODUCTION
I.SALMONELLES ET SALMONELLOSES
I.A. Les salmonelles
I.A.1. Classification et nomenclature
I.A.2. Virulence et pouvoir pathogène
I.A.3. Identification des souches
I.A.3.1. Biotypage
I.A.3.2. Sérotypage
I.A.3.3. Lysotypage
I.A.3.4. Empreinte génétique par électrophorèse en champ pulsé
I.A.4. Résistance
I.B. Les salmonelloses aviaires
I.B.1. Introduction
I.B.2. Pathogénie
I.B.2.1. Etapes de l’infection
I.B.2.2. Symptômes et lésions
I.B.3. La contamination de l’oeuf
I.B.3.1. Contaminations de surface des oeufs (transmission horizontale)
I.B.3.2. Contamination interne des oeufs (lors de la contamination verticale)
I.B.4. Epidémiologie
I.B.4.1. Descriptive
I.B.4.2. Analytique
I.B.4.2.1. Sources de l’infection
I.B.4.2.2. Réceptivité et sensibilité
I.B.4.2.3. Modes de transmission
I.B.4.3. Synthétique
I.B.5. Diagnostic expérimental
I.B.5.1. Diagnostic bactériologique
I.B.5.2. Diagnostic sérologique
I.C. Les salmonelloses humaines
I.C.1. Définition
I.C.2. Importance
I.C.3. Pathologies
I.C.3.1. Toxi-infection alimentaire
I.C.3.2. Infection salmonellique
I.C.3.3. Pathogénie
I.C.4. Epidémiologie
I.C.4.1. Sources
I.C.4.2. Dose infectieuse
I.C.4.3. Saisonnalité annuelle
I.C.4.4. Principales souches
I.C.4.5. Circonstances de la survenue
II.LA PRODUCTION D’OEUFS
II.A. La filière oeufs de consommation
II.A.1. Organisation générale de la filière oeufs de consommation
II.A.2. Etages de la filière
II.A.2.1. Chaîne de production de l’oeuf de consommation
II.A.2.2. Sélection des races de poules pondeuses
II.A.2.3. Etage de la multiplication
II.A.2.4. Etage de la production
II.A.3. Systèmes d’élevage des poules pondeuses
II.A.4. Périodes à risques
II.A.4.1. Les poussins et le couvoir
II.A.4.2. L’élevage
II.A.4.3. La mue
II.A.5. La production française d’oeufs de consommation
II.A.6. La consommation d’oeufs
II.B. L’organisation de la lutte contre les salmonelles
II.B.1. Défis de la lutte contre les salmonelles
II.B.2. Les différents axes de la lutte contre les Salmonelles
II.B.2.1. Epidémiosurveillance
II.B.2.2. Limitation et assainissement (police sanitaire
II.B.2.3. Biosécurité
II.B.2.4. Prophylaxie sanitaire
II.B.2.5. Recherche et la sélection génétique
II.B.2.6. Méthodes complémentaires ou alternatives
II.B.2.7. Information des consommateurs
II.B.3. Programme de contrôle européen
II.B.4. Programme national de maîtrise
II.B.5. Vaccination dans le programme de contrôle
II.B.6. Flores de barrière et probiotiques dans le programme de contrôle
III. LA VACCINATION
III.A. Les objectifs de la vaccination
III.B. Les bases de la vaccination
III.B.1. Différents types vaccins
III.B.1.1. Classification des différents types de vaccins
III.B.1.2. Vaccins vivants
III.B.1.2.1. Vaccins atténués dits conventionnels
III.B.1.2.2. Vaccins atténués par mutagenèse dirigée (vaccins délétés)
III.B.1.2.3. Vaccins vectorisés réplicatifs
III.B.1.3. Vaccins inertes
III.B.1.3.1. Vaccins inactivés
III.B.1.3.2. Fractions antigéniques ou vaccins sous- unités
III.B.1.4. Vaccins intermédiaires
III.B.1.4.1. Systèmes de délivrance d’antigènes
III.B.1.4.2. Vaccins à ADN ou ARN nu
III.B.2. Immunologie
III.B.2.1. Système immunitaire de la Poule
III.B.2.1.1. Organes lymphoïdes
III.B.2.1.2. Système immunitaire muqueux associé au tube digestif
III.B.2.1.3. Immunité humorale
III.B.2.1.4. Immunité cellulaire
III.B.2.2. Réponse immunitaire et ses variations
III.B.2.3. Immunité spécifique antisalmonellique
III.B.2.3.1. Chez l’adulte
III.B.2.3.2. Chez le poussin
III.C. Efficacité : résultats des essais de laboratoire ou de terrain
III.C.1. Essais vaccinaux à vaccins inertes
III.C.1.1. Importance des adjuvants, de la voie, de l’âge et de la dose
III.C.1.2. Vaccins tués (bactérines
III.C.1.3. Vaccins sub-unitaires
III.C.1.3.1. Anatoxines
III.C.1.3.2. Antigènes candidats
III.C.1.4. Limites actuelles
III.C.2. Essais vaccinaux à vaccins vivants
III.C.2.1. Importance de la voie d’administration
III.C.2.2. Souches vaccinales atténuées
III.C.2.3. Limites actuelles
III.C.3. Etudes comparatives vaccins vivants/vaccins inertes
III.C.4. Différents sérovars et la protection croisée
III.C.5. Durée de la protection
III.D. Usage de la vaccination
III.D.1. Enjeux
III.D.1.1. Interférences
III.D.1.1.1. Avec le diagnostic bactériologique
III.D.1.1.2. Avec le diagnostic sérologique
III.D.1.1.3. Avec les autres méthodes de contrôle
III.D.1.1.4. Avec les résistances aux antimicrobiens
III.D.1.2. Santé publique
III.D.1.3. Santé et bien-être animal
III.D.1.4. Environnement
III.D.2. Autorisation des vaccins
III.D.2.1. Procédures
III.D.2.2. Etudes préalables
III.D.3. Statut de la vaccination en Europe
III.D.3.1. Vaccination dans les états membres
III.D.3.2. Vaccination en France
III.D.3.2.1. Elevages reproducteurs
III.D.3.2.2. Troupeaux de production
III.D.3.2.3. Vaccins disponibles en France
III.E. Conclusion
IV.LES FLORES BACTERIENNES
IV.A. Définitions et objectifs
IV.A.1. Flores probiotiques
IV.A.2. Flores de barrière
IV.B. Les bases de l’utilisation des flores bacteriennes
IV.B.1. Système digestif de la poule
IV.B.1.1. Anatomie et physiologie
IV.B.1.2. Ecosystème digestif
IV.B.1.2.1. Caractérisation
IV.B.1.2.2. Facteurs de variation
IV.B.1.2.3. Rôle de la microflore digestive
IV.B.2. Différents mécanismes d’action
IV.B.2.1. Compétition nutritionnelle
IV.B.2.2. Compétition spatiale pour des sites d’attachement
IV.B.2.3. Production de substances à effet inhibiteur
IV.B.2.4. Production de bactériocines
IV.B.2.5. Diminution du potentiel d’oxydoréduction
IV.B.2.6. Stimulation du système immunitaire
IV.B.2.7. Cas des probiotiques
IV.C. Efficacite : les résultats des essais expérimentaux
IV.C.1. Importance des caractéristiques biochimiques des flores
IV.C.1.1. Flores anaérobies
IV.C.1.2. Flores aérobies ou anaérobies facultatives
IV.C.2. Importance de l’adhésivité
IV.C.3. Composition des flores
IV.C.3.1. Flores indéfinies (ou microflores natives)
IV.C.3.2. Préparations définies (les cultures pures)
IV.C.4. Polyvalence des flores
IV.C.5. Effet barrière sur le poussin
IV.C.6. Probiotiques
IV.C.7. Flores et antibiotiques
IV.C.7.1. Essais comparatifs flores/antibiotiques
IV.C.7.2. Thérapie combinée antibiotique/flores
IV.C.7.3. Action des antibiotiques sur les flores
IV.C.8. Flores et bactériophages
IV.C.9. Pouvoir protecteur
IV.D. L’usage des flores bacteriennes
IV.D.1. Sécurité
IV.D.1.1. Santé et bien être animal
IV.D.1.2. Santé publique
IV.D.2. Programmes de maîtrise et l’efficacité des flores
IV.D.3. Antibiorésistance et flores
IV.D.4. Procédure d’autorisation des additifs
IV.D.5. Usages
IV.D.5.1. Aux différents étages de la filières
IV.D.5.1.1. Sur les poussins
IV.D.5.1.2. Sur les futurs reproducteurs
IV.D.5.1.3. Sur les poulettes et les poules
IV.D.5.2. Doses
IV.D.5.3. Conservation
IV.D.5.4. Techniques
IV.D.5.4.1. Dans l’eau de boisson
IV.D.5.4.2. En spray
IV.E. Prébiotiques et symbiotiques
IV.F. Flores bactériennes pour coloniser les bâtiments
IV.F.1. Bâtiment et matériel
IV.F.2. Litière
IV.G. Conclusion
V.COMBINAISON DES DEUX METHODES
CONCLUSION
VI.BIBLIOGRAPHIE
VII. ANNEXES
VII.A. Arrêté du 26 octobre 1998
VII.B. Règlement 2160/2003

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