Soutenance mémoire
Les étapes de la digestion des caroténoïdes
Furr & Clark en 1997 ont démontré que les caroténoïdes ont la même voie d’absorption que les structures lipidiques. Leur absorption dans l’organisme peut être schématisée par une succession de quatre étapes (Fig.7). La première étape est la libération des caroténoïdes de la matrice, qui aura pour but de rendre ceux-ci potentiellement absorbables pour la suite du processus. Cette première étape est influencée par les procédés de fabrication et la mastication. Les caroténoïdes vont ensuite être dissous dans la phase grasse de l’émulsion du bolus, où les conditions d’émulsification peuvent introduire des limitations, puis l’apport de sels biliaires permet la formation de micelles mixtes. Enfin les caroténoïdes vont franchir la barrière du duodenum, avant de transiter dans la circulation sanguine. Ceci peut se faire par simple diffusion ou par l’utilisation de protéines membranaires de transport (Hof et al., 2000)étapes cruciales étant la destruction de la matrice, et la dissolution dans la phase lipidique (gouttelettes lipidiques) (Yeum & Russell, 2002). Au cours de la digestion, les caroténoïdes vont subir des changements de pH, et être confrontés à différentes conditions, avec la mise en contact de polymères, enzymes ou sels biliaires (Fig. 8). Le pH va ainsi descendre de 5-7 dans la bouche à 1-3 dans l’estomac, où le temps de séjour peut durer plusieurs heures. Les caroténoïdes y seront en contact avec des enzymes, et soumis à une agitation, et seront en présence des autres molécules constituant les aliments et qui pourront interagir avec eux. La dernière partie de l’absorption, avec le passage dans l’intestin, voit le pH remonter entre 6 et 7,5, et l’apport de bile issue du pancréas. Ces variations rencontrées au cours de ces différentes étapes vont avoir pour conséquences des effets sur l’absorption par l’organisme des caroténoïdes ingérés et donc leur biodisponibilité ou bioaccessibilité.
Facteurs affectant la biodisponibilité
Les facteurs pouvant affecter la biodisponibilité des caroténoïdes ont été rassemblés sous l’acronyme mnémotechnique Slamenghi (Castenmiller & West, 1998), qui liste les facteurs qui affectent la biodisponibilité des micronutriments lipidiques (ML). Chaque lettre correspond à un facteur :
• S pour espèce moléculaire du ML (Species) ;
• L pour estérification ou conjugaison de la molécule (molecular linkage);
• A pour quantité de ML dans le repas (Amount consumed in a meal) ;
• M pour effet de la matrice alimentaire (Matrix) ;
• E pour autres molécules modulant l’absorption : lipides, fibres, médicaments (Effectors of absorption) ;
• N pour statut de l’individu en ML (Nutrient status of the host) ;
• G pour facteurs génétiques (Genetic factors) ;
• H pour facteurs liés à l’individu : âge, sexe ( Host-related factors) ;
• I pour interactions entre tous ces facteurs (mathematical Interactions).
Les différentes lettres de cet acronyme peuvent être reliées avec les différentes étapes de l’absorption des caroténoïdes. La lettre M va donc se trouver dans la première étape, la libération des caroténoïdes. Les lettres S, L, A et E vont concerner la deuxième étape, avec la mise en micelles. En effet cette étape dépend des molécules présentes dans le milieu. Et enfin les lettres N, G, H et I sont des facteurs généraux dépendant de l’hôte et peuvent donc être reliées à la dernière étape de l’absorption.
Interactions entre les caroténoïdes
Les interactions entre caroténoïdes peuvent influencer leur absorption (van den Berg, 1999 ; Zaripheh & Erdman, 2002). Ainsi, chez l’Homme, les carotènes diminueraient l’absorption des xanthophylles (Paetau, Chen, 1997 ; Stacewiczsapuntzakis M., 1994). La lutéine pourrait aussi diminuer la quantité de β-carotène traversant une couche de cellules Caco-2 (O’Sullivan L., 2009). Cependant Gartner (1996) a démontré l’effet inverse avec une augmentation possible de l’absorption des caroténoïdes par les xanthophylles. Ces interactions pourraient résulter de la compétition entre caroténoïdes pour leur incorporation dans les micelles mixtes (Tyssandier, Cardinault, Caris-Veyrat, Amiot, Grolier, Bouteloup, 2002) ou pour leur captage entérocytaire par les transporteurs membranaires SR-BI et CD36 (Borel, 2012). Cependant les interactions entre caroténoïdes n’ont pas de conséquences majeures à long terme sur les teneurs sanguines en caroténoïdes (Riso, Brusamolino, Scalfi, & Porrini, 2004 ; Tyssandier, Cardinault, Caris-Veyrat, Amiot, Grolier, Bouteloup, 2002), ces teneurs étant soumises à de multiples régulations.
Facteurs dépendants de l’hôte (lettres N, G, H et I)
Lors de l’ingestion, les aliments sont partiellement broyés au cours de la mastication. Cette première étape de la digestion contribue à libérer certains nutriments et micronutriments de leurs matrices alimentaires et à les exposer aux enzymes présentes dans la salive. Une fraction des caroténoïdes pourrait être extraite de leur matrice alimentaire à ce niveau et, du fait de leur hydrophobicité, une partie des caroténoïdes pourrait être incorporée dans la fraction lipidique co-ingérée avec la matrice alimentaire (e.g. lutéine de la salade incorporée dans la vinaigrette accompagnant couramment la salade). Le transfert des caroténoïdes dans la phase lipidique présente dans la bouche et se déversant dans l’œsophage pourrait aussi être affecté par de nombreux paramètres liés à l’individu : temps de mastication, état de la dentition, capacité de sécrétion de la salive et des enzymes salivaires. Si ces hypothèses sont fondées il est ainsi probable que la proportion de caroténoïdes transférée vers la phase lipidique du repas dans la cavité buccale est affectée chez les personnes âgées, qui ont souvent des problèmes de mastication. Après avoir été mastiqués les aliments sont déglutis et transférés dans l’estomac où ils sont soumis à divers facteurs (pH acide, enzymes hydrolytiques, mouvements péristaltiques…) (McClements, Decker, Park, & Weiss, 2008 ; Williams, Boileau, & Erdman, 1998). Après avoir été prédigérés dans l’estomac, les aliments, mélangés aux sécrétions gastriques, sont déversés dans la première partie de l’intestin : le duodénum. A ce niveau sont sécrétés les sucs pancréatiques et biliaires qui apportent de nouvelles enzymes digestives, ainsi que les sels biliaires essentiels à la solubilisation des molécules lipidiques dans le milieu aqueux, et à leur transport vers la cellule responsable de l’absorption des nutriments et des micronutriments : l’entérocyte. Dans la mesure où il est supposé que les caroténoïdes sont essentiellement absorbés dans les parties hautes du tube digestif (duodénum et jéjunum) (Moussa et al., 2008), il est admis que, pour être efficacement absorbés, les caroténoïdes doivent être incorporés dans les micelles mixtes. Outre les facteurs liés à la matrice alimentaire, à la quantité de caroténoïdes et aux propriétés physico chimiques des caroténoïdes, de nombreux facteurs liés à l’individu peuvent affecter leur bioaccessibilité (Tyssandier et al., 2003) : des variations des sécrétions pancréatiques et/ou biliaires, des variations dans le temps de transit du bol alimentaire, des polymorphismes affectant l’efficacité d’hydrolyse des enzymes digestives et des polymorphismes dans les transporteurs entérocytaires de ces micronutriments (Moussa et al., 2011). Ces facteurs liés à l’individu pourraient expliquer la très grande variabilité interindividuelle de l’efficacité d’absorption de ces composés (Borel et al., 1998) à partir d’une même forme ingérée. Le métabolisme des caroténoïdes dans les parties basses du tube digestif a été très peu étudié. Des caroténoïdes ont été retrouvés dans les selles (van Lieshout, West, & van Breemen, 2003) et il est supposé qu’il y a une métabolisation des caroténoïdes par la flore colique. Néanmoins Borel et al. (1998) n’ont pas obtenu de dégradation du β-carotène par la flore colique humaine in vitro .
Structure des tissus végétaux
Les tissus végétaux sont constitués de parois. Ces parois sont des fibres, c’est-à-dire non digestibles par les enzymes endogènes du tube digestif de l’Homme. Elles sont à l’origine de l’encapsulation des nutriments, leur destruction est nécessaire pour libérer le contenu cellulaire dans le tube digestif. Cette paroi est hydrophile et poreuse, elle ne présente donc pas d’obstacle absolu à la diffusion des petites molécules hydrosolubles tels les sucres. Cependant elle va encapsuler en particulier les macroconstituants lipidiques et les microconstituants lipophiles comme les caroténoïdes ou la vitamine E (Raven & Evert, 1999). Dans la plupart des aliments végétaux, la paroi peut être est assimilée à une paroi primaire composée essentiellement d’eau (environ 65%) et de polysaccharides. Elle comprend également en faible proportion des glycoprotéines structurales (2-10%), des composés phénoliques (<2%), des minéraux (1 à 5%) et des enzymes. Elle assure la cohésion entre les cellules mitoyennes. Elle est riche en substances pectiques (Raven & Evert, 1999). Les pectines assurent de nombreuses fonctions dans la paroi incluant le contrôle de la porosité et des propriétés viscoélastiques, et le maintien de l’adhésion cellulaire. Outre leurs fonctions structurelles dans les plantes, elles sont impliquées directement dans les propriétés de texture des fruits et légumes et les procédés de transformation des fruits et légumes. Il est donc intéressant d’étudier l’impact des procédés de transformation sur cette structure. Les pectines sont caractérisées par une teneur élevée en acide α-D galacturonique (GalA). Elles se composent aussi d’oses neutres, principalement rhamnose, arabinose, galactose. Les pectines sont constituées de différents domaines liés par des liaisons covalentes, les homogalacturonanes, les rhamnogalacturonanes I et les rhamnogalacturonanes II. Le degré de méthylation (DM) est défini par le nombre de fonctions acides méthylestérifiées pour 100 unités d’acides galacturoniques. Le nombre de groupements méthyles ainsi que leur distribution est variable selon l’espèce de la plante, le type cellulaire et le stade physiologique de l’organe (Jarvis, 1984). Les degrés de méthylation et d’acétylation sont des paramètres importants car ils déterminent la capacité et les modalités de gélification des pectines (Renard, 1999). Au pH naturel des cellules végétales, généralement entre 4 et 6, la dégradation par βélimination et la déméthylation de la pectine sont deux réactions qui vont pouvoir se dérouler lors d’un traitement thermique (Constenla, Lozano, Piloto, & Química, 2003). Ces deux réactions sont accélérées lors de l’accroissement de la température, mais avec un effet température plus marqué pour la β-élimination (Constenla et al., 2003). Il est donc envisageable de procéder à des pré-traitements afin de modifier la structure cellulaire, et ainsi la bioaccessibilité. Le contrôle des propriétés physiques de la pectine peut donc être utilisé pour modifier les propriétés structurelles des parois cellulaires.
Influence des procédés sur les produits à base de tomates
Effet de la cuissonSvelander et al., (2010) ont comparé deux traitements thermiques : faible (60°C) et fort (90°C) suivis par une étape de blanchiment. La bioaccessibilité du lycopène est significativement augmentée dans des proportions égales pour les deux traitements thermiques. L’étape de blanchiment n’affecte pas la bioaccessibilité du lycopène. La consistance des échantillons traités à température faible est significativement réduite, ce qui montre une dégradation des pectines.
Effet de l’homogénéisation Tibäck et al., (2009) ont testé l’effet d’un broyage ou d’une homogénéisation appliqués à des tomates. Ces deux traitements par eux-mêmes ne modifient pas la bioaccessibilité du lycopène. L’application d’un traitement thermique sur ces échantillons permet par contre d’augmenter sensiblement cette bioaccessibilité.
Effet du traitement haute pression Colle et al. (2010) ont utilisé la haute pression afin de transformer des tomates, et ont montré une diminution des tailles de particules des échantillons, et un resserrement des fibres. Ceci conduit à une baisse de la biodisponibilité du lycopène, qui pourrait être encapsulé par les fibres.
Production de tomates
La tomate est la troisième espèce de légumes la plus cultivée au monde en termes de volume de production après la pomme de terre et la patate douce. Selon les statistiques de l’Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture (FAO), la production mondiale de tomates s’élevait en 2007 à 126,2 millions de tonnes pour une surface de 4,63 millions d’hectares, soit un rendement moyen de 27,3 tonnes à l’hectare. Ces chiffres ne tiennent toutefois compte que de la production commercialisée, et n’incluent pas les productions familiales et vivrières qui peuvent être non négligeables dans certaines régions (“FAO stat”). La Chine est de loin le premier producteur mondial avec un peu plus du quart du total (33,6 millions de tonnes), production destinée essentiellement (environ 85 %) au marché intérieur pour la consommation en frais. Elle est suivie par six pays produisant plus de 5 millions de tonnes : les États-Unis, la Turquie, l’Inde, l’Égypte, l’Italie et l’Iran. Seize pays rassemblent 80 % de la production mondiale. Considérée globalement, l’Union européenne se placerait au deuxième rang avec 12,5 % de la production mondiale (15,8 millions de tonnes), dont l’Italie assure près de 40 %, et les quatre pays méditerranéens produisant plus de 1 Mt (dans l’ordre: Italie, Espagne, Grèce et Portugal) plus des trois quarts (76,8 %). Sur la période 1961-2007, la production mondiale a été multipliée par près de 4, passant de 27,6 à 126,2 millions de tonnes, soit un taux de croissance annuelle moyen de 3,36 %. Cette évolution a été particulièrement forte en Asie, ainsi la Chine a multiplié sa production par 7 et dans la même période, l’Inde par 18,5 (“FAO stat”). Le rendement moyen s’établit à 23,1 t/ha, un peu en dessous du niveau mondial, en Chine et à 17,9 t/ha en Inde. Il s’étage entre 50 et 80 t/ha dans les pays du sud de l’Europe, tandis que les pays du nord, dont la production est quasi exclusivement assurée sous serre, ont des rendements records : 445 t/ha aux Pays-Bas, 428 au Royaume-Uni et 408 en Belgique. Des records de 100 kg/m², soit 1 000 t/ha, ont même été obtenus aux Pays-Bas dans des serres avec éclairage artificiel (“FAO stat”).
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Table des matières
Introduction générale
Travaux antérieurs
1. Les caroténoïdes
1.1. Références historiques
1.2. Structures
1.3. Sources
1.4. Origines biosynthétiques
1.5. Localisation cellulaire
1.6. Sources alimentaires
1.7. Méthodes de dosage
2. Mesure de la bioaccessibilité
2.1. Les étapes de la digestion des caroténoïdes
2.2. Facteurs affectant la biodisponibilité
2.2.1. Facteurs influençant la micellarisation (lettres S, L, A et E)
2.2.2. Facteurs dépendants de l’hôte (lettres N, G, H et I)
2.2.3. Facteurs dépendants de la matrice
2.3. Impact des procédés de transformation sur la bioaccessibilité des caroténoïdes
2.3.1. Structure des tissus végétaux
2.3.2. Effet des procédés de transformation
3. Modèles permettant la mesure de la biodisponibilité et bioaccessibilité des caroténoïdes
3.1. Modèles in vivo
3.1.1. Réponse plasmatique après ingestion de caroténoïdes
3.1.2. Dosage dans les chylomicrons après ingestion
3.1.3. Balance orale/fécale
3.1.4. Mesure des pigments de la macula
3.2. Modèles in vitro
4. Transformation industrielle des tomates
4.1. Généralités sur la tomate
4.1.1. Historique et types
4.1.2. La tomate
4.1.3. Composition de la tomate
4.2. La filière tomate
4.2.1. Production de tomates
4.2.2. Production de tomates pour la transformation
4.3. Les méthodes de transformation
4.4. Principales étapes de la transformation
4.4.1. Lavage
4.4.2. Jus de tomate, pulpe et purée
4.4.3. Concentration
4.4.4. Tomates pelées
4.4.5. Stérilisation
4.4.6. Divers
Objectif et stratégie
1. Contexte du projet
2. Protocole expérimental
Matériel et Méthodes
1. Matériel
1.1. Produits chimiques
1.2. Matériel végétal
1.2.1. Expériences préliminaires
1.2.2. Elaboration du modèle de diffusion
1.2.3. Transformation industrielle des tomates
1.2.4. Expériences complémentaires
2. Méthodes
2.1. Transformation des tomates
2.1.1. Transformation à l’échelle du laboratoire
2.1.2. Transformation industrielle
2.2. Transformation des carottes
2.3. Méthodes d’analyses chimiques
2.3.1. Analyse des caroténoïdes
2.3.2. Analyse des acides gras
2.4. Méthodes d’analyses physiques
2.4.1. Mesure de la couleur
2.4.2. Distribution de la taille des particules
2.4.3. Analyse d’image
2.4.4. Degré Brix
2.4.5. Teneur en matière sèche
3. Mesure de la biodisponibilité des caroténoïdes
3.1. Mise au point d’une méthode standard d’agitation
3.1.1. Agitation par roue
3.1.2. Agitation par barreaux aimantés
3.1.3. Agitation par Vibrax
3.1.4. Utilisation d’un agitateur mécanique
3.2. Composition des émulsions
3.2.1. Emulsion avec Sérum Albumine Bovine (SAB)
3.2.2. Emulsions avec Phospholipides
3.3. Paramètres étudiés
3.3.1. Modélisation du transfert
3.3.2. Calcul des paramètres
Mise au point d’un test de bioaccessibilité
1. Optimisation du dosage des caroténoïdes
1.1. Extraction des caroténoïdes de la matrice
1.2. Amélioration de l’analyse CLHP
1.2.1. Résistance du lycopène au cours de la cuisson par micro-onde
1.2.2. Dosage du lycopène dans l’huile par spectrophotométrie
2. Diffusion des caroténoïdes (lycopène) dans l’huile
2.1. Optimisation du mode de diffusion
2.2. Développement d’un agitateur mécanique multiposte
3. Caractérisation du test de diffusion dans l’huile
3.1. Influence du ratio huile/tomate
3.2. Diffusivité en fonction des ratios huile/tomate
3.3. Variation en fonction du pH et de la température
3.4. Développement d’un modèle émulsionné
3.4.1. Utilisation de la Sérum Albumine Bovine
3.4.2. Utilisation de Phospholipides
3.5. Utilisation du modèle émulsifié
3.5.1. Influence du ratio huile/tomate
3.5.2. Influence du mode d’introduction du tensio-actif
3.6. Influence du mode de préparation des purées
4. Conclusion
Impact des procédés industriels sur la diffusion du lycopène
1. impact des procédés de stabilisation sur la concentration en lycopène et sa diffusion dans une phase huile
1.1. Plan expérimental
1.2. Dosage du lycopène dans les purées
1.3. Diffusion vers une phase huile
1.3.1. Purées non stabilisées
1.3.2. Purées stabilisées par pasteurisation ou surgélation
1.4. Diffusion vers une phase émulsionnée
1.5. Conclusions
2. Transformation industrielle de tomate
2.1. Plan expérimental
2.2. Organisation de la transformation
2.3. Résultats et discussion
2.3.1. Ramassage des tomates
2.3.2. Aspect des tomates
2.3.3. Analyse physique des purées
2.3.4. Traitement des purées
2.4. Conclusion
Utilisation du test de diffusion sur différents produits
1. Test de produits commerciaux
1.1. Produits commerciaux à base de tomates
1.2. Produits à base de carottes
1.3. Autres produits
2. Conclusion
Conclusion générale
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