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Méthodes d’étude
Identification des espèces hôtes
Les poissons capturés sont rapidement acheminés au laboratoire où ils sont identifiés, selon la nomenclature et les critères utilisés par Fisher et al, (1987).
La morphologie générale, la coloration et la dentition nous ont permis de déterminer les six espèces hôtes.
Les poissons utilisés pour la réalisation de cette étude appartiennent à deux familles : Moronidae et Mugilidae.
La famille des Moronidés
Les spécimens de la famille des
Moronidés répondent à
la classification
suivante :
Embranchement :
S. Embranchement :
Super classe :
Classe :
Sous classe :
Super ordre :
Ordre :
Famille :
Vertébrés.
Gnathostomes.
Poissons.
Osteichtyiens.
Actinoptérygiens.
Téléostéens.
Perciformes.
Moronidae.
Morpho anatomie
Les représentants de la famille des Moronidés se caractérisent par :
– Un corps élancé argenté avec 2 nageoires dorsales séparées et un pédoncule caudal assez haut.
– Un opercule muni de 2 épines plates et le pré opercule avec, sur son bord inférieur, de grandes épines dirigées vers l’avant.
– Des dents vomériennes en bande en forme de croissant ne se prolongeant pas sur la ligne médiane de la voûte buccale.
– Une première nageoire dorsale comprenant 8 à 10 épines ; la seconde dorsale est munie d’une épine et comprend 12 ou 13 rayons mous ; quant à l’anale, elle possède 3 épines et comprend 10 à 12 rayons mous ; la nageoire caudale est modérément fourchue.
Matériel et méthodes
– Les écailles sont petites et cycloïdes sur l’espace inter orbitaire ; elles sont au nombre de 62-80 (mode 70) sur la ligne latérale.
– Une coloration grise argentée à bleuâtre sur le dos et argentée sur les flancs ; le ventre est parfois teintée de jaune. Les jeunes peuvent avoir quelques mouchetures noires, en particulier sur le haut du corps mais qui disparaissent chez les adultes. Une tâche noire diffuse est présente à l’angle supérieur de l’opercule.
– Une taille maximum proche de 100cm ; la taille commune varie de 20 à 55cm.
Ils habitent les eaux côtières jusqu’à environ 100 m de profondeur ; mais sont plus fréquemment rencontrés dans les eaux peu profondes et pénètrent le plus souvent dans les estuaires et remontent parfois les fleuves.
Ils se rassemblent en groupes compacts pour la reproduction, de janvier à mars. La maturité sexuelle a lieu au cours de la deuxième année chez le mâle, à des tailles comprises entre 23 et 30cm et à partir de la troisième année chez la femelle à des tailles comprises entre 31 et 40cm.
Ce sont des prédateurs voraces, se nourrissant de petits poissons en bancs et d’une large variété d’invertébrés comprenant les crevettes, les crabes, les calmars, etc.
Poissons de taille moyenne à grande (jusqu’à 1m de longueur totale) des régions tempérées et froides. Ces espèces vivent dans les eaux côtières et saumâtres, occasionnellement en rivière ; elles font l’objet d’une aquaculture intéressante car sont d’excellents poissons comestibles.
La famille des Mugilidés
Les Mugilidés répondent à la classification suivante :
Embranchement :
Super classe :
Classe :
Sous classe :
Super ordre :
Ordre :
Famille :
Morpho anatomie
Vertébrés.
Poissons.
Osteichtyiens.
Actinoptérygiens.
Téléostéens.
Perciformes.
Mugilidae.
Les mugilidés sont des poissons allongés, de section subcylindrique. Leur tête est massive et aplatie dorsalement ; leurs yeux sont recouverts partiellement d’une paupière adipeuse et leur museau est court et obtus ; ils possèdent une bouche petite, terminale ou subterminale ; leurs prémaxillaires sont protractiles ; leurs dents sont petites, cachées ou absentes. Quant aux branchiospines, elles sont minces et nombreuses, leur nombre augmente avec l’age.
Les nageoires dorsales sont au nombre de deux ; elles sont courtes et bien séparées ; la première a 4 épines minces et la deuxième a 1 épine et 8 rayons mous. La nageoire anale est courte et munie de 2 à 3 épines et comprend 8 à 11 rayons mous. Les nageoires pectorales sont courtes et insérées haut sur le corps quant aux nageoires pelviennes, elles sont insérées à mi-distance entre les niveaux de la base des pectorales et de l’origine de la dorsale. La nageoire caudale est fourchue.
Les écailles sont de grande taille, cycloïdes ou cténoides, sur la tête et le corps ; quelques unes présentent une ou plusieurs rangées de stries. Des écailles modifiées, souvent bien développées, sont rencontrées au dessus des nageoires pectorales et pelviennes (écailles axillaires) et sous la première dorsale.
Pas de ligne latérale.
La coloration du dos est bleu verdâtre à gris plombé et celle des flancs est argentée, souvent avec 3 à 9 rayures longitudinales ; quant aux nageoires elles sont hyalines ou sombres.
La taille moyenne varie de 30 à 120 cm selon l’espèce.
Ce sont des poissons euryhalins qui vivent généralement en bancs dans les eaux côtières et pénétrent dans les estuaires, les lagunes saumâtres et les eaux douces pour se nourrir.
Ils se reproduisent en mer ; la période de reproduction varie avec la température de l’eau. La maturité sexuelle est atteinte au cours de la troisième année chez les mâles et la 4éme année chez les femelles ; leurs œufs et leurs larves sont pélagiques.
Ils sont omnivores ; ils se nourrissent de petits végétaux, d’invertébrés et de détritus variés qu’ils fouillent dans les sédiments du fond et filtrent grâce à leurs branchiospines.
Cette famille compte de nombreux genres et espèces dont quelques unes font partie de notre étude et dont la détermination systématique est surtout fondée sur la morphologie générale, la coloration de la robe et la dentition.
Les Mulets vivent en grand nombre sur les côtes méditerranéennes. On les trouve aussi sur les côtes atlantiques de l’Espagne au sud de la Bretagne mais leur présence se raréfie au fur et à mesure que l’on se rapproche du Nord de la France. Sur les cinq espèces communes en France, seul le mulet sauteur (Liza saliens) est présente essentiellement sur le littoral atlantique.
Ces poissons d’eaux chaudes, supportent parfois de forts écarts de température et peuvent même être pêchés sous la glace dans certaines baies gelées.
Dissection des poissons
Cette opération consiste à dégager délicatement les arcs branchiaux en découpant, à l’aide d’une paire de ciseaux, l’opercule de chaque côté de la tête. Les branchies sont détachées par deux incisions, une dorsale et une ventrale ; les arcs branchiaux sont ensuite placés dans des boites de Pétri contenant de l’eau de mer, ou dans des piluliers contenant du formaldéhyde à 10% en vue de leur observation ultérieure.
Récolte et traitement des parasites
La recherche, la localisation et le prélèvement des parasites sont effectués par un examen minutieux des branchies à l’aide de loupe stéréomicroscopique (Olympus SZX 10).
Les Monogènes récoltés sont :
(1) fixés par immersion dans du formol à 10%, pendant 24 heures ;
(2) rincés à l’eau distillée, pendant 10 à 15 min :
(3) colorés au bleu de Méthylène 1%, dans lequel ils sont immergés pendant 24 heures ;
(4) ensuite décolorés par l’alcool chlorhydrique (alcool 70°+ quelques gouttes d’acide chlorhydrique) pendant 30 secondes ;
(5) déshydratés par des passages dans 4 bains successifs (de 12 à 24 h) d’alcool éthylique à des degrés croissants (75°- 85°- 95°- 100°).
(6) éclaircis par le xylène puis montés entre lame et lamelle avec le baume du Canada. Le montage ainsi obtenu est déposé dans une étuve à 60° pour accélérer le séchage et permettre une meilleure observation de la morphologie et l’anatomie des parasites branchiaux.
L’étude de l’anatomie des Monogènes récoltés est effectuée au microscope optique (Olympus, CH 30 muni d’un système de microphotographie automatique PM 20). La figure 9 montre d’une manière générale les Monogènes (Polyopisthocotylées et monopisthocotylées).
Les Crustacés récoltés sont fixés par immersion dans du formol à 10%, pendant 24 heures ; puis sont observés à l’aide de loupe stéréomicroscopique.
Indices parasitaires
Test (t) de student:
L’etude comparative entre 2 paramètres pour les deux sites d’etudes a été effectuée grace au teste (t) de student pour des échantillons indépandants selon (DAGNELIE, 1973).
Si p > 0.05 ⇒ il n’existe pas de différences significatives entre les sites ⇒ NS
Si P ≤ 0.05 ⇒ il y a des différences significatives entre les sites ⇒ *
Si P ≤ 0,01 ⇒ il y a des différences hautement significatives entre sites ⇒ **
Si P ≤ 0,001 ⇒ il y a des différences très hautement significatives entre les sites ⇒ ***
Analyses statistiques bivariées :
L’analyse statistique bivariée consiste à calculer les corrélations linéaires simples entre les différentes variables deux à deux (DAGNELIE, 2000).
Les corrélations
Pour mettre en évidence une quelconque relation entre les variables
mesurées sur les individus, nous avons utilisé le coefficient de corrélation linéaire de Bravais-Pearson (DAGNELIE, 2000). Ce coefficient de corrélation, r, mesure l’intensité du lien qui existe entre deux caractéristiques ou variables quantitatives quelconque pour autant que cette liaison soit linéaire ou approximativement linéaire.
Ce coefficient est compris entre -1 et +l. Il est en valeur absolue, d’autant plus proche de 1 que la liaison entre les deux séries d’observations est nette, pour autant que cette liaison soit linéaire ou approximativement linéaire.
Au contraire, si le coefficient est nul ou approximativement nul c’est que les deux variables ne sont pas corrélées entre elles.
D’autre part, le signe du coefficient de corrélation indique si la relation entre les deux variables (séries d’observations) est croissante ou décroissante. En effet, lorsque le coefficient de corrélation est positif, les valeurs élevées d’une variable correspondent, dans l’ensemble, aux valeurs élevées de l’autre variable et les valeurs faibles d’une variable correspondent aux valeurs faibles de l’autre
Matériel et méthodes
variable. Par contre, lorsque la corrélation est négative, les valeurs élevées d’une variable correspondent, dans l’ensemble, aux valeurs faibles de l’autre variable et vice-versa.
Si p > 0.05 ⇒ il n’existe pas de corrélations.
Si P ≤ 0.05 ⇒ il existe une corrélation significatives ⇒ *
Si P ≤ 0,01 ⇒ il existe une corrélation hautement significatives ⇒ **
Si P ≤ 0,001 ⇒ il existe une corrélation très hautement significatives ⇒ ***
Tous les calculs uni et bi variés ont été réalisés à l’aide du logiciel d’analyse et de traitement statistique des données, MINITAB version 13.31 pour Windows (X, 2000).
Ils possèdent : une paire de ventouse buccale munie de septum et d’une ou deux rangées de petites épines ; un œsophage simple ou présentant des diverticules latéraux ; un intestin à deux diverticules externe et interne qui peuvent (ou pas) s’étendre jusqu’à l’hapteur, mais ne s’unissent pas postérieurement.
Les testicules sont nombreux (au nombre de 40). L’atrium génital est muni d’une couronne d’épines radiaires ; l’ovaire est médian et prétesticulaire; les œufs sont munis de filaments polaires ; le vagin est unique et présente une ouverture dorsale ; le conduit vaginal a une forme de Y inversé (occasionnellement en V inversé)
Les pinces possèdent des mâchoires soutenues par des sclérites. La pince est soutenue sur le plan médian par des sclérites en forme de U inversé. La branche longue se termine en T dans la mâchoire antérieure et la branche courte par deux expansions latérales dans la pièce sur le plan médian. Le bord de la lèvre antérieure est soutenu par deux sclérites arqués du côté dorsal ; les sclérites se replient et forment une lame occupant la moitié dorsale de la mâchoire postérieure. Le bord de cette mâchoire est soutenu par deux sclérites qui s’articulent au niveau du coude (Figure 10).
Cette espèce a été signalée chez les espèces de cette même famille en Mer noire et dans la baie d’Odessa (Bychowsky, 1957).
Nous avons rencontré l’espèce Microcotyle mugilis chez Mugil cephalus des deux sites et chez Liza aurata, Liza ramada , chelon labrosus de la lagune el-Mellah.
Des pinces avec des mâchoires soutenues par des sclérites. La pince est soutenue sur le plan médian par des sclérites en forme de U inversé. La branche longue se termine en T dans la mâchoire antérieure et la branche courte par deux expansions latérales dans la pièce sur le plan médian. Le bord de la lèvre antérieure est soutenu par deux sclérites arqués du côté dorsal ; les sclérites se replient et forment une lame occupant la moitié dorsale de la mâchoire postérieure. Le bord de cette mâchoire est soutenu par deux sclérites qui s’articulent au niveau du coude.
-Un corps élancé ;
-Un opisthohapteur triangulaire, symétrique, constitué de pinces de structure uniforme
-Une paire de ventouse buccale munie de septum et d’une ou deux rangées de petites épines ;
-Un œsophage présentant des diverticules latéraux ; un intestin à deux diverticules externe et interne.
-De nombreux testicules.
-Un atrium génital muni d’une couronne d’épines radiaires ; -Des œufs sont munis de filaments polaires (Figure 11).
La présence de ce parasite a été rapportée chez les espèces D. labrax et D. punctatus dans le golfe du Lion (Oliver, 1977) et en Italie (Palombi, 1949), chez D. labrax, dans le golfe d’Annaba (Boumendjel, 2005) et la lagune El Mellah (Djebari, 2005)).
Nous signalons la présence de cette espèce, uniquement, chez Dicentrarchus labrax pêchées dans la lagune el-Mellah.
Extrémité antérieure (a), et région du pore génital et du vagin (b) (d’après Parona et Perugia in Palombi. 1919) ; les oeufs (c).
Le hapteur postérieur est armé de deux paires (une ventrale et une dorsale) de grands crochets réunis par trois barres transversales (une ventrale et deux dorsales) et de 14 crochetons latéraux. L’extrémité antérieure est marquée par deux légères dépressions latérales et deux paires de tâches oculaires dorsales ; celles de la paire antérieure sont plus petites et plus écartées que celles de la paire postérieure.
Le système de fixation de ce Monogène, aux filaments branchiaux de l’hôte, comprend deux squamodisques et le hapteur. Les squamodisques sont des organes cupuliformes situés l’un dorsalement et l’autre ventralement à la jonction du corps et du hapteur. Chacun d’eux présente une armature constituée de séries régulières de petites pièces sclérifiées en forme d’osselets imbriquées les unes dans les autres par leurs extrémités. Elles forment 18 à 25 rangées concentriques, disposées en arc de cercle. Le nombre de pièces par rangée augmente de l’avant vers l’arrière, atteint un maximum au niveau des rangées centrales et diminue ensuite.
Les crochets ventraux ont un manche long et renflé en son milieu. La garde forme un angle aigu avec la manche et la lame fortement arquée se termine par une pointe effilée.
De chaque coté du corps, au niveau du pharynx, il existe un amas de cellules glandulaires qui viennent déboucher à l’extrémité antérieure du corps. Au niveau des squamodisques, on distingue trois amas de cellules glandulaires, un médian et deux latéraux.
L’appareil digestif débute au niveau de la bouche qui s’ouvre ventralement sur le plan medio-sagital du corps. Après un court pré-pharynx, le pharynx, en barillet donne accès à un intestin divisé en deux branches latérales qui se terminent en cul de sac à la partie postérieure du corps.
Le testicule, médian, est situé dans le tiers postérieur du corps. Il donne le canal déférent qui remonte vers l’avant, s’élargit en une vésicule séminale qui par un petit canal débouche dans un important bulbe copulateur à paroi musculaire, situé à la base du pénis.
Résultats
Celui-ci, dirigé vers l’arrière, se présente sous la forme d’un tube sclérifié conique. Elargi en entonnoir à son extrémité antérieure, le pénis, presque rectiligne, s’amincit à son extrémité distale. Cette partie, nettement effilée et arquée, forme une pointe aigue et recourbée. Elle porte sur la face interne de la courbure une dentelure déjà décrite par Oliver, (1968) ; l’existence de cette dentelure est confirmée par des observations en microscopie électronique à balayage par Maillard et al, (1982).
Le pénis est en réalité composé de deux tubes emboîtés, le tube interne, très légèrement sinueux à l’intérieure du tube externe, se termine à la base de la partie arquée de la pointe
Le réservoir prostatique situé entre le pénis et le canal déférent vient déboucher à la partie antérieure du bulbe à coté du canal déférent. Ce réservoir est fusiforme, et comprend une paroi musculaire assez épaisse.
L’ovaire, pré-testiculaire, est situé en avant de la moitié postérieure de l’animal. Il entoure la branche droite de l’intestin. L’oviducte qui s’en détache reçoit le réceptacle séminal, puis le vitelloducte médian. Il se renfle en un ootype-utérus médian marqué à la base par le débouché de nombreuses glandes de Mehlis. Les glandes vitellogenes forment deux bandes latérales, entourant les branches digestives, depuis le pharynx jusqu’au hapteur. Les vitelloductes transverses se détachent un peu en avant de l’ovaire, le vagin, à paroi musculaire épaisse, très légèrement sclérifié, limite une cavité étroite. La suite du vagin, à paroi plus mince, s’ouvre dans un petit réceptacle séminal. Les œufs sont tétraédriques avec filament polaire (Figure 12).
Distribution :
En Mediterrannée D. aequans a été signalé, chez D. labrax, en méditerranée dans le Golfe du lion (Oliver, 1968 et 1970 ; Silan, 1984), dans le Golfe de gènes (Parona et Perugia, 1890; Maclaren, 1904) ; dans la mer Adriatique (Stossich, 1898 ; Parona et Perugia, 1890) ; en Méditerranée orientale (Parona et kohn, 1964) ; en Tunisie, dans les Iles Kerkenah dans la lagune de l’ischkeul, de Hergla (Euzet, 1984).
La présence de cette espèce parasite a aussi été signalée en Atlantique en Bretagne (Van Beneden et Hesse, 1863) ; en Ecosse, Mer du Nord (Scot, 1905 et 1906) ; à Plymouth, Manche (Lewellyn, 1957) ; dans le Golfe de Gascogne et le bassin d’Arcachon (Oliver, 1974,1976 et 1977).
Nous signalons la présence de l’espèce Diplectanum aequans chez Dicentrarchus labrax provenant des 2 sites ( golfe d’Annaba et de la lagune el-Mellah).
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Table des matières
1. Introduction
2. Matériel et Méthodes
2.1 Présentation des zones d’étude
2.2 Méthodes d’étude
2.2.1. Identification des espèces hôtes
2.2.1.1 La famille des Moronidés
2.2.1.2. La famille des Mugilidés
2.2.2 Dissection des poissons
2.2.3 Récolte et traitement des parasites
2.2.4. Indices parasitaires
2.2.5. Analyses Statistiques des données
3. RESULTATS
3.1. Identification des ectoparasites récoltés :
3.1.1. L’espèce Microcotyle mugilis Euzet et Combes, (1969).
3.1.2. L’espèce Microcotyle labrsi Van Beneden et Hesse, 1863
3.1.3. L’espèce Diplectanum aequans Wagener, (1857).
3.1.4. L’espèce Ligophorus Szidati Euzet et suriano, (1977).
3.1.5 L’espèce Ligophorus angustus Euzet et Suriano, (1977)
3.1.6. L’espèce Ligophorus vanbenedenii Parona et Perugia, (1890); Euzet et Suriano, (1977).
3.1.7. L’espèce Ligophorus mugilis Euzet et Suriano, (1977).
3.1.8. L’espèce Ligophorus euzeti Euzet et Suriano, (1977).
3.1.9. L’espèce Ergenstrema labrosi sp. Nov.
3.1.10. L’espèce Caligus minimus Otto, (1821).
3.1.11. L’espèce Caligus mugilis Brian, (1935).
3.1.12. L’espèce Caligus pageti Russel, (1925).
3.1.13. L’espèce Lernanthropus mugilis Van Beneden, (1851).
3.1.14. L’espèce Lernanthropus kroyeri Van Beneden, (1851).
3.1.15. L’espèce Ergasilus lizae Kroyeri, (1863).
3.1.16. L’espèce Ergasilus bora Yamaguti, (1939).
3.2. Distribution des espèces parasites recensées
3.3. Proportion de chaque sous classe d’ectoparasites recensés
3.3.2.Proportions des ectoparasites recensés par espèce hôte
3.3.1. Proportion des espèces d’ectoparasites recensés
3.4. Distribution spatiale des indices parasitaires par espèce hôte
3.5. Analyses Statistiques des données
3.5.1. Statistiques descriptives
3.5.2. Comparaisons des moyennes (paramètres physicochimiques) entre le golfe d’Annaba et la lagune el- Mellah
(Analyses statistiques univariées)
3.5.3. Calcule des matrices de corrélations entre les différentes caractéristiques (Analyses statistiques bivariées)
4. Discussion
5. Conclusion
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