LESIONS ELEMENTAIRES HISTOLOGIQUES DE LA PEAU

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La membrane basale

Elle est composée de la lamina lucida et de la lamina densa. La lamina lucida est une zone optiquement vide de 30 à 50nm de diamètre, traversée par des filaments d’encrage formés par la laminine 5 et par antigène BP 180.
La lamina densa est une zone plus dense de 50 à 80mm, formée essentiellement par le collagène IV qui intervient dans l’attachement cellulaire. On y trouve également du perlecan, de la fibuline et collagène VII.

Le derme papillaire superficiel (sublamina densa)

On distingue au moins trois types de fibres dans ce compartiment. Les plus importantes sont les fibres d’encrage de 20 à 60nm de diamètre, formées par le collagène VII. D’autres antigènes ont été identifiés au niveau de jonction dermo-épidermique mais ne sont pas encore caractérisés.

LE DERME :

Le derme est un tissu conjonctif fait de collagène, de fibres réticulées et de fibres élastiques entourés d’une substance fondamentale dite « amorphe ».

Les fibres collagènes

Les fibres représentent près de 98% de la masse totale du derme. Elles apparaissent comme un gros faisceau éosinophile ou jaune orangé selon la coloration. Ces faisceaux sont entrecroisés dans les plans horizontaux à tous les étages du derme. Leur diamètre est variable de 2 à 15µm. Dans la partie superficielle du derme ou derme papillaire, les fibres de collagène sont fines. Ce type de fines fibres de collagène est aussi observé autour des annexes pilaires et sudorales. On parle de derme « adventiciel ». Dans le derme réticulaire, les fibres de collagène sont groupées en faisceaux épais, qui apparaissent plus ou moins compact selon les techniques de fixation. L’épaisseur de cette partie du derme est très variable selon la localisation anatomique (très importante dans le dos, et très faible sur les paupières).
Le collagène semble un peu ondulé et on y trouve quelques fibrocytes très allongés et à limite cytoplasmique mal définie en microscopie optique.

Les fibres réticulées

Il s’agit d’une variété particulière de collagène, faite de fibres très fines (de 0,2 à 1µm de diamètre). Elles sont composées de collagène de type III.
Ces fibres réticulées ne sont présentes qu’en faible quantité dans la peau normale, mais sont très nombreuses dans certains processus pathologiques. Elles constituent principalement l’armature des membranes basales.

Les fibres élastiques

Elles s’intercalent entre les fibres de collagène, mais sont beaucoup plus fines. On en distingue plusieurs types : les plus épaisses sont les fibres d’élastine situées dans la partie profonde du derme où elles ont une disposition parallèle à la surface cutanée. Plus on monte vers l’épiderme plus les fibres élastiques deviennent fines. Elles forment un plexus de fibres de taille intermédiaire. De ce plexus naissent de très petites fibres verticales arborisées, qui vont occuper les papilles dermiques.

La substance fondamentale amorphe

Elle est constituée de mucopolysaccharides acides. En coloration de routine cette substance n’est pas colorée et apparaît comme un vide entre les faisceaux de collagène. La substance fondamentale est plus abondante dans le derme papillaire et dans la papille pilaire, elle est aussi plus abondante dans les processus de cicatrisation.

Les cellules dermiques

On y trouve surtout des fibroblastes qui donnent naissance aux fibres de collagène et d’élastine ainsi qu’à la substance fondamentale. Ils sont plus volumineux dans le derme papillaire, souvent polyédriques ou triangulaires avec un noyau dense ; dans le derme réticulaire, ils sont plus allongés, mêlés aux faisceaux de collagène et on voit surtout leur noyau allongé. Le cytoplasme est très riche en organites.
On appelle fibrocyte un fibroblaste ancien, situé au sein du tissu conjonctif mature. Son activité est réduite et il a une forme moins ramifiée que le fibroblaste. Il existe aussi des cellules intermédiaires entre les fibrocytes et les cellules musculaires lisses qui sont des myofibroblastes, riche en myofilaments disposés en faisceaux parallèles à l’axe de la cellule. Ils ont un noyau édenté et des desmosomes. Les cellules sont trouvées en plus grand nombre dans les cicatrices et dans certaines proliférations fibreuses.
On trouve enfin des macrophages dans le derme, il s’agit de cellules volumineuses à cytoplasme abondant et pourvu d’un grand axe central.
Certaines de ces cellules à activité macrophagique sont dendritiques : il s’agit des cellules de Langerhans dermiques.
Il existe aussi une population de cellules dendritiques qui sont les dendrocytes dermiques, qui sont d’origine médullaire et peuvent avoir une fonction de présentation d’antigènes. On les trouve surtout dans le derme papillaire, mais aussi plus en profondeur dans le derme réticulaire et autour des vaisseaux.
Les mastocytes font partie des cellules normales du derme. Ces sont des grandes cellules polyédriques remplies de granulations. Ils sont principalement situés autour des capillaires du derme papillaire.

La biopsie à l’emporte-pièce

L’emporte pièce ou trépan est un instrument comportant une lame cylindrique coupante (de 2 à 6 mm de diamètre) que l’on enfonce dans la peau tendue entre deux doigts en exerçant un mouvement de rotation. Le fond du cylindre cutané est ensuite sectionné aux ciseaux.
Suivant la localisation de la biopsie et pour un diamètre de l’emporte-pièce inférieur ou égal à 4mm ; il n’est pas nécessaire de suturer la plaie.
L’utilisation de l’emporte-pièce est soumise à certaines restrictions :
– un diamètre inférieur à 3mm ne permet habituellement pas une interprétation histologique précise, notamment pour une dermatose inflammatoire ; il peut être suffisant pour l’identification d’une tumeur.
– elle est à conseiller lorsque la lésion est fragile (peau atrophique, décollement bulleux) et lorsque l’on désire avoir des informations sur le tissu adipeux.

Anesthésie

La lésion à biopsier doit être anesthésiée par injection hypodermique d’une solution à 1% ou 2% de  xylocaïne (Lidocaïne®).
L’adjonction d’un vasoconstricteur (Adrénaline® à 1/200.000) diminue le saignement et augmente la durée de l’anesthésie, mais elle est formellement contre-indiquée dans les anesthésies tronculaires des régions à vascularisation terminale tels que les doigts, les orteils, le nez et la verge ; et aussi chez les sujets avec antécédents cardio-vasculaires. Pour éliminer le caractère douloureux de l’injection, on peut faire une anesthésie épicutanée préalable avec la crème EMLA qui est un mélange hydrophile de Lidocaïne® et de Procaïne® ; à 2,5% chacune.
Chez les enfants ou dans les localisations où l’injection est particulièrement pénible, on peut appliquer cette crème préalablement sous occlusion (plante des pieds) ou sans occlusion (muqueuses génitales). Cette anesthésie de contact est quelque fois suffisante pour réaliser une biopsie rapide chez un malade pusillanime.
Les volumes maximum de l’anesthésie recommandés sont de 50cm3 pour la xylocaïne 1% plus adrénaline et de 20cm3 pour la xylocaïne 1% seule.
Avant toute injection, il faut s’assurer d’éventuels antécédents d’allergie, d’épilepsie ou de malaises lors des précédentes anesthésies. Il faut injecter l’anesthésie tout en retirant progressivement l’aiguille vers la surface de la peau pour éviter le risque d’injection intra vasculaire qui n’est pas négligeable dans le plan profond de la peau.
On doit attendre quelques minutes (5 minutes au maximum) afin que l’anesthésie fasse ses effets.

Réalisation proprement dite

C’est le temps le plus important dans la biopsie cutanée ; car la qualité du prélèvement est fondamentale pour un examen histologique correct et pour un résultat adéquat.
Le patient est allongé pour la réalisation de cette biopsie cutanée. Il faut avoir un bon éclairage ; centré sur la zone à biopsier ; à l’aide d’un scialytique.
Après avoir vérifié la disponibilité de tous les matériaux nécessaires ; on réalise en premier lieu la désinfection de la zone à biopsier à l’aide de l’antiseptique disponible. On imbibe une compresse stérile ; tenue par une pince ; de l’antiseptique et on désinfecte la zone du centre vers la périphérie ; avec au minimum trois passages. Une plaie souillée sera lavée avant la désinfection avec un savon désinfectant. Plus le temps de contact du désinfectant à la surface de la peau est prolongé avant l’anesthésie, plus la désinfection est efficace. Les zones pilaires doivent être exceptionnellement rasées et en aucun cas en avance, il vaut mieux couper les poils courts puis désinfecter immédiatement avant l’intervention.
On incise la peau à cheval entre la zone anormale et la peau saine.
Les traits d’incision doivent dessiner un fuseau elliptique, orienté parallèlement aux lignes de traction naturelle de la peau pour faciliter la cicatrisation et éviter le lâchage des sutures. En règle générale, la longueur du grand axe mesure environ trois fois celle du petit axe et l’ouverture des angles aux extrémités ne doit dépasser 30°.
La peau est incisée bien perpendiculairement à la surface du fait que les incisions obliques cicatrisent mal.
Les bords de la biopsie son coupés d’un trait net avec le bistouri.
On pince l’extrémité du fragment à prélever ; on ne met pas la pince à griffe en plein milieu de ce fragment car on risque d’écraser la zone la plus intéressante à voir au microscope ; d’où l’importance de pincer uniquement l’extrémité du fragment qu’on prélève et d’utiliser les pinces à petites griffes. Il faut éviter les pinces à dissection à grosses griffes. La pièce biopsique est soulevée par l’une des extrémités puis on procède à la dissection profonde.
Une fois la pièce biopsique obtenue ; il faut la nettoyer à l’aide d’une compresse stérile en évitant de l’écraser. Puis on la met dans un récipient contenant auparavant un fixateur (5 à 20ml de fixateur pour 1 à 2cm).
Ce récipient doit porter le nom, les prénoms, l’âge du patient, le service demandeur et sa destination (laboratoire).

Table des matières

PREMIERE PARTIE : REVUE DE LA LITTERATURE ET RAPPEL THEORIQUE
I. LA PEAU
1.1. Structure de la peau
1.1.1. L’épiderme
1.1.1.1. La couche basale
1.1.1.2. La couche de cellules à épines
1.1.1.3. La couche granuleuse
1.1.1.4. La couche claire
1.1.1.5. La couche cornée
1.1.1.6. Les autres constituants de l’épiderme
1.1.1.6.1. La membrane basale
1.1.1.6.2. Les mélanocytes
1.1.1.6.3. Les cellules de Langerhans
1.1.1.6.4. Les cellules de Merkel
1.1.2. La jonction dermo-épidermique
1.1.2.1. Les membranes cytoplasmiques basales des kératinocytes de la couche basale
1.1.2.2. La membrane basale
1.1.2.3. Le derme papillaire superficiel
1.1.3. Le derme
1.1.3.1. Les fibres collagènes
1.1.3.2. Les fibres réticulées
1.1.3.3. Les fibres élastiques
1.1.3.4. La substance fondamentale amorphe
1.1.3.5. Les cellules dermiques
1.1.4. L’hypoderme
1.1.4.1. Les lobules graisseux
1.1.4.2. Les septums inter lobulaires
1.2. Vascularisation et innervation de la peau
1.2.1. Vascularisation
1.2.2. Innervation
1.3. Les annexes de la peau
1.3.1. Les phanères
1.3.2. Les glandes sébacées
1.3.3. Les glandes sudoripares
1.3.3.1. Les glandes sudoripares eccrines
1.3.3.2. Les glandes sudoripares apocrines
1.4. Rôles de la peau
II. LES EXAMENS COMPLEMENTAIRES EN DERMATOLOGIE
2.1. La biopsie cutanée
2.1.1. Définition
2.1.2. But
2.1.3. Indication
2.1.4. Type de biopsie
2.1.4.1. La biopsie à l’emporte pièce
2.1.4.2. La biopsie au bistouri
2.1.5. Réalisation de la biopsie
2.1.5.1. Matériels pour réaliser une biopsie
2.1.5.2. Choix de la lésion
2.1.5.3. Anesthésie
2.1.5.4. Réalisation proprement dite
2.1.5.5. L’acheminement
2.2. Les autres examens microscopiques complémentaires en dermatologie
III. LESIONS ELEMENTAIRES HISTOLOGIQUES DE LA PEAU
3.1. Lésions élémentaires de l’épiderme
3.1.1. Lésions élémentaires de la couche de l’épiderme
3.1.2. Lésions élémentaires cytologiques de l’épiderme
3.1.3. Lésions intercellulaires de l’épiderme
3.2. Lésions de la jonction dermo-épidermique
3.2.1 Lésions élémentaires de la membrane basale
3.2.2. Lésions inflammatoires élémentaires de la jonction dermo-épidermique
3.3. Lésions élémentaires dermiques
3.3.1. Lésions des fibres collagènes
3.3.2. Lésions des fibres élastiques
3.3.3. Lésions élémentaires de la substance fondamentale
3.4. Lésions élémentaires de l’hypoderme
DEUXIEME PARTIE : METHODOLOGIE ET RESULTATS
I. CADRE D’ETUDE
1.1. Unité de Soins et de Formation et de Recherche de Dermatologie et de Pathologies Sexuellement Transmissibles
1.2. Type d’étude
1.3. Durée d’étude
II. RECRUTEMENT DES PATIENTS
2.1. Critères d’inclusion
2.2. Critères de non inclusion
2.3. Circuit des patients
2.3.1. A l’USFR Dermatologie et de Pathologies Sexuellement Transmissibles
2.3.2. Au laboratoire d’anatomopathologie
2.3.2.1. Technique d’analyse
III. PARAMETRES D’ETUDE
3.1. Nombre de biopsie par mois dans l’USFR
3.2. Paramètres épidémiologiques
3.3. Paramètres cliniques
3.4. Paramètres histologiques
3.5. Concordance des diagnostics clinique et histologique
3.6. Autres examens complémentaires
IV. ANALYSES STATISTIQUES
4.1. Matériel
4.2. Méthode
4.2.1. Statistique descriptive
4.2.2. Statistique analytique
4.2.2.1. Test de Khi 2
4.2.2.2. L’interprétation des résultats du calcul de Khi 2
V. RESULTATS
5.1. FREQUENCE DES BIOPSIES DANS L’USFR DE DERMATOLOGIE ET DE PATHOLOGIES SEXUELLEMENT TEANSMISSIBLES
5.2. PARAMETRES EPIDEMIOLOGIQUES
5.2.1. Age
5.2.2. Sexe
5.2.3. Profession
5.2.4. Lieu de provenance
5.2.5. Mode de consultation
5.2.6. Nationalité des malades
5.2.7. Ethnie
5.3. PARAMETRES CLINIQUES
5.3.1. Evolution de la maladie
5.3.2. Topographie des lésions
5.3.3. Diagnostics cliniques
5.3.3.1. Dermatoses bénignes
5.3.3.1.1. Dermatoses bénignes infectieuses
5.3.3.1.2. Dermatoses bénignes d’origine vasculaire
5.3.3.1.3. Dermatoses bénignes d’origine toxique
5.3.3.1.4. Dermatoses bénignes d’origine inflammatoire
5.3.3.1.5. Dermatoses bénignes d’origine tumorale
5.3.3.1.6. Troubles de différenciation épidermique
5.3.3.1.7. Dermatoses des états d’hypersensibilité
5.3.3.1.8. Dermatoses de surcharge
5.3.3.1.9. Troubles de pigmentation cutanée
5.3.3.1.10. Dermatoses par altération des fibres dermiques
5.3.3.1.11. Maladies des annexes
5.3.3.1.12. Maladies auto immunes
5.3.3.2. Dermatoses malignes
5.3.3.2.1. Répartition des dermatoses malignes
5.4. PARAMETRES ANATOMOPATHOLOGIQUES
5.4.1. Type de biopsie
5.4.2. Fixateurs utilisés
5.4.3. Laboratoires d’études histologiques
5.4.4. Diagnostics histologiques
5.4.4.1. Dermatoses bénignes
5.4.4.1.1. Dermatoses bénignes infectieuses
5.4.4.1.2. Dermatoses bénignes d’origine vasculaire
5.4.4.1.3. Dermatoses bénignes d’origine toxique
5.4.4.1.4. Dermatoses bénignes d’origine inflammatoire
5.4.4.1.5. Dermatoses bénignes d’origine tumorale
5.4.4.1.6. Troubles de différenciation épidermique
5.4.4.1.7. Dermatoses des états d’hypersensibilité
5.4.4.1.8. Dermatoses de surcharge
5.4.4.1.9. Dermatoses par altération des fibres dermique
5.4.4.1.10. Maladies des annexes
5.4.4.1.11. Maladies auto immunes
5.4.4.2. Dermatoses malignes
VI. CONCORDANCE DES DIAGNOSTICS CLINIQUES ET HISTOLOGIQUES
VII. LES DERMITES
7.1. Paramètres épidémiologiques
7.1.1. Age
7.1.2. Sexe
7.1.3. Profession
7.1.4. Lieu d’origine
7.1.5.Ethnie
7.1.6. Mode de consultation
7.2. Paramètres cliniques
7.2.1. Evolution
7.2.2. Mode de début
7.2.3. Type de lésion
7.2.4. Topographie
7.2.5. Signes accompagnateurs
7.2.6. Facteurs déclenchants
7.2.7. Diagnostics cliniques
7.3. Paramètres anatomopathologiques
7.3.1. Type de biopsie
7.3.2. Laboratoires d’analyses
7.3.3. Diagnostics histologiques
VIII. LES CARCINOMES BASOCELLULAIRES
8.1. Paramètres épidémiologiques
8.1.1. Age
8.1.2. Sexe
8.1.3. Profession
8.1.4. Lieu de provenance
8.1.5. Ethnie
8.1.6. Mode de consultation
8.2. Paramètres cliniques
8.2.1. Evolution
8.2.2. Mode de début
8.2.3. Type de lésion
8.2.4. Topographie
8.2.5. Signes accompagnateurs
8.2.6. Facteurs déclenchants
8.2.7. Diagnostics cliniques
8.3. Paramètres anatomopathologiques
8.3.1. Type de biopsie
8.3.2. Laboratoires d’analyses
8.3.3. Diagnostics histologiques
TROISIEME PARTIE : COMMENTAIRES
I. SUR LE PLAN EPIDEMIOLOGIQUE
II. SUR LE PLAN CLINIQUE
III. SUR L’ANATOMOPATHOLOGIE
IV. SUR LES DERMITES
V. SUR LES CARCINOMES BASOCELLULAIRES
SUGGESTIONS ET CONCLUSION
ANNEXES
BIBLIOGRAPHIE

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