LES VIRUS ENTERIQUES DE L’HOMME PRESENTS DANS LES EAUX USEES

Eaux conventionnelles ; des problèmes croissants en quantité et qualité

    Le monde est confronté à des problèmes croissants de limitations des ressources en eau qui résultent de l’accroissement des populations (Qadir et al., 2010), de l’urbanisation croissante (Kennedy et al., 2012), du réchauffement global de la planète (IPCC, 2013), et de la diversification des usages de l’eau (Asano, 1998). Certains pays présentent des indices de stress hydriques élevés (Bixio et al., 2006). A ces problèmes s’ajoutent une dégradation de la qualité des ressources en eaux conventionnelles. On observe une salinisation croissante des aquifères littoraux liée à leur surexploitation (Taylor et al., 2012 ; Giungato et al., 2010), et une contamination des ressources en eaux conventionnelles due au déversement d’eaux usées non ou insuffisamment traitées (Van der Bruggen, 2010). Des tensions et des conflits existent pour l’accès aux ressources en eau dans certaines régions (Brown et Matlock, 2011 ; Paquerot, 2007). Selon Vörösmarty et al. (2010), 80% de la population mondiale est exposée à des niveaux élevés de menace par rapport à la ressource en eau (Figure II.1). On estime que l’activité humaine prélève chaque année environ 3800 milliards de m3 d’eau, dont 70 % sont utilisés pour l’irrigation, 22 % pour l’industrie et 8 % pour les usages domestiques (AFD, 2011). Le recyclage des eaux usées peut permettre de faire face simultanément aux problèmes d’eau en quantité et en qualité (Bixio et al., 2008). Il est déjà pratiqué notamment en irrigation (agricole, de parcs, d’aires de sport, de surfaces boisées) (Angelakis et Durham, 2008), à des fins industrielles (Van der Bruggen, 2010), voire pour la redistribution en eau potable (Du Pisani, 2006 ; Leverenz et al., 2011). Toutefois à l’échelle mondiale, la réutilisation des eaux usées concerne moins de 4 % de ces eaux et permet d’entrevoir une intensification de cette pratique (AFD, 2011)Le recyclage des eaux usées ne cesse d’augmenter dans certains pays comme Israël, les Etats-Unis, la Chine et Australie (Van der Bruggen, 2010). Les niveaux de traitements avant recyclage varient en fonction du type de réutilisation et avec les pays. Si certains pays poussent très loin le traitement des eaux usées avant recyclage jusqu’à la potabilisation, plusieurs pays en développement ré-utilisent de l’eau usée brute en agriculture (Tunisie (Qadir et al., 2010), Pakistan (Ensink et Van der Hoek, 2006)). Il s’agit parfois d’un choix délibéré (éventuellement en opposition avec la politique régionale) pour fertiliser les terres, les eaux usées non traitées étant plus riches en duvers fertilisants (notamment N et P) que les eaux usées traitées (Scott et al., 2010 et 2000). L’expérience de Mexico City apparaît comme le plus important projet de réutilisation des eaux usées au niveau mondial (Jiménez-Cisneros et Chávez-Mejía, 1997) : presque 100 % des eaux usées brutes de la capitale mexicaine sont réutilisées pour l’irrigation de plus de 85 000 ha supportant diverses cultures agricoles. Un exemple de projet fonctionnant en France depuis 1996 est le périmètre agricole de l’ASA Limagne noire qui a été initié grâce à un partenariat efficace entre une association d’une cinquantaine d’agriculteurs (ASA Limagne Noire), la communauté d’agglomération Clermontoise, les gestionnaires de la Station d’épuration des eaux usées (STEU) (Véolia-Environnement), la sucrerie de Bourdon (voisine de la STEU) qui a mis à disposition ses lagunes pour un traitement tertiaire des EUT et Somival, l’entreprise qui a conçu et dimensionné le projet. Aujourd’hui, 1500 ha sont équipés pour être irrigués par des eaux usées traitées, 700 ha l’étant en pratique chaque année pour assurer un temps de résidence des eaux usées traitées d’au moins 15 jours dans les lagunes entre avril et septembre. Les cultures sont principalement le maïs et la betterave, irrigués à partir d’asperseurs type canon ou rampe d’irrigation de type pivot (Figure II.3).

Des risques très divers

   En fonction de leurs origines, les eaux usées, peuvent être chargées de nombreux produits chimiques organiques ou inorganiques d’origines domestiques ou industrielles (Leverenz et al., 2011) dont des métaux lourds (Lente et al., 2012 ; Barakat et Schmidt, 2010) et en pathogènes de l’homme (Pachepsky et al., 2011 , Gerba et Smith, 2005). Dans certains pays, les agriculteurs épandent directement les eaux usées brutes non traitées plus chargées en fertilisants tels que l’N et le P (Drechsel et Evans, 2010 ; Qadir et al., 2010 ; Scott et al., 2010). A côté de leur rôle bénéfique pour les sols et les cultures, ces eaux peuvent aussi contenir des composés toxiques pour l’environnement (éléments traces métalliques dont Zn, Cd, As, Pb (Lente et al., 2012), parfois Na+, Cl- et borate à fortes concentrations (Sou\Dakouré et al., 2013), substances organiques émergentes très variées dont les produits pharmaceutiques (Papaiacovou et Papatheodoulou, 2013). De nombreuses études ont détecté dans les eaux usées des bactéries type salmonelles, légionelles (AFSSA, 2008), des protozoaires (Salgot et al., 2003), des œufs d’helminthes (Salgot et al., 2003), et des virus entériques (Petrinca et al., 2009 ; Symonds et al., 2009). Les risques sont conditionnés par l’existence ou non d’un traitement des eaux, par la nature et le niveau du traitement ainsi que par le niveau de santé des populations. Néamoins pour des eaux usées d’origine domestique, les risques liés aux éléments traces métalliques sont faibles, car ils sont retirés très efficacement au niveau des STEU par les traitements conventionnels. La question se pose davantage en ce qui concerne les substances organiques émergentes. En effet, il existe un grand nombre de substances rejetées dans les eaux usées. Même si l’on reste très généralement en-deçà des seuils de toxicité, on manque encore de connaissances sur leurs effets combinés ainsi que sur l’effet d’une exposition chronique a une ou plusieurs de ces substances. En ce qui concerne les risques microbiologiques, la présence d’œufs d’helminthes correspond à un risque mineur en France car les traitements en STEU sont efficaces même en l’absence de traitement tertiaire (Lazarova, 2004). Leur contrôle a été éliminé de la règlementation Française de 2014 relative à la réutilisation des eaux en irrigation, pour partie pour cette raison, et pour partie à cause de la détection de faux positifs. Les bactéries pathogènes dans les eaux usées génèrent un risque plus élevé du fait de concentrations retrouvées plus fortes (jusqu’à 109 bacteries/100 mL pour les salmonelles (Bitton, 2005)), de leur résistance à certains traitements (La Rosa et al., (2010) indiquent toutefois un abattement moyen de plus de 98 % et jusqu’à 6 log10 avec un traitement secondaire, suivi d’une faible chloration), et de l’apparition de souches résistantes. De nombreuses études traitent de leurs devenirs dans l’environnement aussi bien dans l’eau, sur le sol ou dans l’air (Morris et al., 2014). Les virus peuvent être retrouvés en forte concentration dans les eaux usées brutes jusqu’à 107 virus.L-1 pour les norovirus et le virus de l’hépatite A (Sidhu et al., 2009). Ils sont également moins sensibles au traitement. Ainsi Bofill-Mas et al. (2006) trouvent par exemple une concentration après traitement secondaire pour les adenovirus de 3 log10 GC.100 ml – 1 (en Espagne) et Flannery et al. (2012) notent pour les norovirus des concentrations de 2.58 log10 GC.100 ml-1(au Royaume), Prevost et al., (2015) pour les astrovirus retrouvent des concentration de 3 à 4 log10 GC.100 mL-1 et pour les rotavirus de 2 à 3 log10 GC.100 mL1 (en France). La mesure de la qualité microbiologique des eaux se fait le plus souvent par la mesure d’indicateurs microbiens tels qu’Escherichia coli et les Entérocoques fécaux mais se montre peu fiable comme indicateurs de ces derniers. Ainsi il parait essentiel d’approfondir les connaissances sur le devenir des virus aussi bien lors des traitements en STEU que du devenir environnemental et lors de la réutilisation de ces eaux en irrigation.

L’évaluation quantitative des risques pour la santé

   L’analyse quantitative des risques microbiens (QMRA en anglais) permet d’évaluer le risque de contracter une maladie ou une infection après exposition à des agents pathogènes par l’intermédiaire d’aliments, d’eau ou de l’air (Pachepsky et al., 2010). Afin d’aller plus loin et de mesurer l’impact sanitaire, on utilise parfois le DALY (pour Disability Adjusted Life Years) comme indice mesurant le poids (la charge ou le fardeau) d’une maladie pour une personne. Cet indice exprime la durée de vie « perdue » pour cause d’incapacité ou de décès lié à la maladie, au regard de la durée de vie restante sans incapacité en absence de maladie. Il est très souvent exprimé en année(s) perdue(s) par cas de maladie (en pcd pour per case of disease) ou par personne et par an (en pppa par personne et par an). Un calcul a été proposé par WHO (1989) pour le rotavirus : un DALY maximum toléré de 10-6 pppa, amène à un risque d’infection maximum toléré d’environ 10 -3 pppa en pays  industrialisé (i.e. 1 personne sur mille attrape une gastroentérite chaque année suite à la contamination étudiée) en lien avec une consommation donnée. Le DALY par cas de maladie peut varier d’une région à l’autre (selon l’Institut de métrologie sanitaire et d’évaluation, Scheierling et al. (2011), WHO. (2006)). L’indice DALY prend en compte les effets aigus (pendant la phase de maladie) mais aussi les effets différés et chroniques (dont la morbidité et la mortalité). Il permet de comparer les effets de maladies différentes, par exemple un cancer et une gastroentérite. Il doit tenir compte du contexte social (effets/conséquences plus ou moins marqué(e)s suivant l’âge, le sexe et le contexte sanitaire des personnes). Il permet une gestion objective des risques sanitaires basée sur des seuils d’acceptabilité. Cette méthode de quantification des risques présente deux types d’avantages :
– elle permet de se fixer des objectifs indépendants des pathogènes ;
– elle permet d’atteindre ces objectifs soit exclusivement au travers du traitement des eaux usées, soit en tenant compte des facteurs susceptibles d’abattre la teneur en pathogènes après irrigation in situ par des eaux usées (type d’irrigation, délais entre la dernière irrigation contaminante et la récolte, traitements des produits après récolte …) (Mara et al., 2007 ; WHO, 2006). Des applications de l’analyse des risques microbiens pour la réutilisation des eaux usées pour l’irrigation ont été publiés et donnent un premier aperçu des risques résultant de la consommation de cultures irriguées par les eaux usées en fonction des agents pathogènes et de leurs concentrations dans les eaux usées pour les virus entériques (Mara et al, 2007 ; Hamilton et al, 2006 ; Petterson et al., 2001) mais aussi pour l’inhalation (et l’ingestion involontaire) par les agriculteurs ou les habitants voisins de particules de sol (Mara et al., 2007). Les modèles développés pour les contaminations par voie aérienne combinent généralement, un modèle d’exposition (ou de dispersion atmosphérique), un modèle de doseréponse, souvent de type Béta-Poisson et un modèle d’infectiosité (Pachepsky et al., 2011). Stellacci et al. (2010) ont développé une approche QMRA en considérant un modèle de dispersion hybride gaussien appliqué à des pathogènes type Campylobacter et Rotavirus pour estimer les risques sur la santé des travailleurs autour d’une station de traitement des eaux usées en Italie. Ils montrent ainsi qu’il faut au moins maintenir une distance de 300 m entre la station de traitement des eaux usées et les résidents pour réduire les risques sur la santé. Cependant, il faut noter que ces résultats restent des estimations, il n’y a pas eu de mesures associées ni de prise en compte des pratiques liées à l’irrigation dans cette étude. Les approches de type QMRA restent néanmoins difficile à mettre en place. Elles nécessitent une mesure correcte des pathogènes dans les eaux usées ainsi que la connaissance de leurs devenirs réels au cours des traitements, stockages, irrigations, aérosolisation, survie en aérosol et transfert de pathogènes des voies respiratoires aux voies gastroentériques (Renault, 2014). Elles nécessitent aussi d’avoir une bonne connaissance des comportements des populations visées (habitude alimentaire et sanitaire…) (Renault, 2014). Enfin, la détection des agents pathogènes reste difficile et couteuse. Pour un DALY de 10-6 pppa, ces approches aboutissent à des seuils de concentration en pathogènes qui peuvent être très faibles, par exemple de l’ordre de 5 10-3 rotavirus.L-1 (WHO, 2006). De telles concentrations ne sont bien sur pas mesurables sans étape de préconcentration très forte. L’utilisation de bio-indicateurs plus abondants à la place de virus pathogènes de l’homme pourrait simplifier les contrôles mais les teneurs en virus entériques de l’homme sont très généralement non corrélées aux teneurs en bioindicateurs classiquement associées aux normes et règlementations.

Caractères généraux des virus

   Les virus sont des parasites obligatoires, ce qui signifie que leur multiplication est impossible hors des cellules. Ainsi, leur présence dans l’environnement ne peut être que la conséquence d’un apport. Lwoff et al. (1953, 1959) ont proposé les critères qui définissent actuellement les virus :
– un virus ne contient qu’un seul type d’acide nucléique (ADN ou ARN) ;
– l’acide nucléique est entouré d’une structure protéique (la capside) qui le protège et porte les récepteurs spécifiques à l’hôte pour les « virus nus ». L’ensemble acide nucléique et capside est appelé nucléocapside ;
– un virus peut être constitué uniquement d’une nucléocapside (Figure II.5) dans ce cas il est dit « nu ». S’il est recouvert d’une enveloppe externe, on dit que le virus est enveloppé ;
– un virus ne peut se reproduire qu’à partir de son seul génome par réplication. Le virus n’ayant aucun métabolisme, dépend entièrement de la cellule hôte et est donc un parasite obligatoire.  Les virus sont de taille très variable allant de la douzaine de nanomètres pour le « feather disease virus » (BFDV) à plus de 0,7 µm pour les Pandoravirus). Des virus ont été retrouvés comme parasites de tous les règnes connus (Archea, Bacteria, Protista, Fungi, Plantea, Animalia), et aussi de manière plus surprenante des virus, à travers des virophages, virus parasitant d’autres virus (Zhang et al., 2012 ; La Scola et al., 2008). Comme décrit par Lwoff et al. (1953, 1959), il existe une structure commune à tous les virus, la nucléocapside. Or, même avec cette caractéristique commune, il existe une très grandevariété organisationnelle dont la complexité est directement liée à la taille du génome viral. L’acide nucléique au centre de la capside peut être constitué d’ADN comme pour les Adenoviridae ou d’ARN comme pour les Picornaviridae. Il peut être bi- ou monocaténaire avec une taille pouvant aller de 4 à 2500 gènes codant pour une ou plusieurs protéines. Contrairement aux bactéries dont le génome est exclusivement circulaire, celui des virus peut être linéaire ou circulaire comme pour le virus de l’hépatite B. Il existe même des virus à génome segmenté ce qui favorise les recombinaisons génétiques comme pour les Orthomyxoviridae (virus grippaux) rendant éphémère l’efficacité des vaccins. Les virus à ARN simple brin (auxquels appartiennent la plupart des virus entériques) ont la particularité de porter soit une molécule d’ARN de polarité positive (ARN+) pouvant être traduite directement en protéine virale par la cellule, soit une molécule d’ARN de polarité négative (ARN-). Dans ce dernier cas, l’ARN n’est pas directement infectieux et doit être transcrit par une enzyme virale en ARN+. La capside est constituée d’un autoassemblage par liaison faible de protéines (protomère) identiques ou non, codées par le génome viral et réparties en sous-unités appelées capsomères . Il existe deux structures principales de capside naturellement adoptées par les protéines pour minimiser l’énergie d’assemblage ; la forme hélicoïdale et la forme icosaédrique (à l’exception de certains bactériophages à morphologie plus complexe). Certaines expériences (portant sur l’inactivation) ont été menées avec des bactériophages de manipulation parfois plus faciles, mais il faut être prudent sur les interprétations qui en ressortent car la structure de ces derniers peut être très différente de celle des virus entériques ; s’y ajoutent par ailleurs des différences au niveau des protéines et des groupes fonctionnels à la surface de la capside.

Aérosolisation ou ré-aérosolisation

   L’irrigation par des eaux usées au champ peut donc aboutir à une contamination des sols (Urbanucci et al., 2009), des eaux souterraines (Lodder et al., 2010), des cultures (Cook et D’Agostino, 2013) ainsi qu’à une aérosolisation de pathogènes (virus et bactéries) à partir d’irrigation par aspersion (Metcalf et al., 1995 ; Shuval et al., 1989). Au voisinage de STEU, on a déjà montré que les virus peuvent être aérosolisés (Sánchez-Monedero et al., 2008 ; Bauer et al., 2002 ; Carducci et al., 2000), parcourir alors des distances plus ou moins importantes, et constituer un danger potentiel pour les travailleurs de STEU et les riverains (Grisoli et al., 2009 ; Heinonen-Tanski et al., 2009 ; Carducci et al., 2000). Des exemples de dispersion aérienne de virus responsables de diverses maladies ont été rapportés dans la littérature ; ils montrent que les distances de transport peuvent être très importantes et dépasser largement 100 m suivant la taille des particules dans l’air (Casal et al., 1995). La contamination par des pathogènes liée aux eaux usées peut se faire suivant différentes voies (digestive, respiratoire voire cutané). Lorsque les virus sont aérosolisés, le risque d’exposition est lié à l’inhalation. Le transfert des particules virales dans l’organisme peut combiner l’inhalation de virus seul ou attaché à d’autres particules, leur dépôt dans les voies respiratoires supérieures, et in fine leur déglutition avec le mucus des voies respiratoires (Nazaroff, 2011). Plus les particules pathogènes sont petites, plus elles pénètreront loin dans l’organisme, les virus essentiellement de taille nanométrique sont susceptibles de descendre au niveau des alvéoles pulmonaires. Néamoins, cela n’a d’intérêt que pour les virus respiratoires (ex virus grippaux), les virus entériques quant à eux demandent obligatoirement de passer par la voie digestive pour infecter l’organisme. Les divers pathogènes trouvés dans les eaux usées et émis dans l’atmosphère peuvent être transportés sur des distances variables et atteindre les personnes manipulant des eaux usées comme les populations à proximité des lieux d’épandage. In situ, la présence de virus entériques de l’homme dans l’air a été notée au voisinage des stations de traitement des eaux usées, en particulier pendant les épisodes venteux (Masclaux et al., 2014 ; Ziros et al., 2011 ; Fracchia et al., 2006 ; Carducci et al., 1995), et lors d’épandages de biosolides (Brooks et al., 2005). Des contaminations via l’air par des virus entériques de l’homme avec symptômes à la clé ont été clairement démontrées et différentes études ont souligné le lien entre infections gastro-intestinales et exposition aux bioaérosols au restaurant (Marks et al., 2000), à école (Marks et al., 2003) et en hôpital (Nenonen et al., 2014) en STEU ou aux abords de zone d’aspersion d’eaux usées (Khuder et al., 1998 ; Katzenelson et Teltch, 1976). De plus les bioaerosols peuvent être détectés sur de grandes distances ainsi Bausum et al (1982) ont observé après aérosolisation par source à 2.5.105 PFU.mL-1, une détection de 4.6.102 PFU.mL-1 à une distance de près de 563 m après forte diminution dans les 100 premiers mètres à partir de la source d’émission. Il est important de rappeler que très peu de virus suffisent pour induire une maladie de l’ordre de 1 à 10 virus infectieux pour le VHA (Bitton et al., 2005). Une fois dans l’atmosphère, les microorganismes peuvent être transportés plus ou moins loin selon les types de circulations atmosphériques. Suivant les conditions microclimatiques, certains pathogènes peuvent rester dans l’atmosphère pendant plusieurs jours avant d’être redéposés par les précipitations ou en dépôts secs (Matthias-Maser et al., 2000). Le taux d’aérosolisation et de survie des microorganismes en général dans l’atmosphère est sous l’influence de paramètres météorologiques comme la vitesse du vent, le taux d’humidité et la température (Coakley et Scherm, 1996 ; Walter et al., 1990). Coakley et al., 1996 ont montré par exemple que l’effet des changements climatiques pouvait avoir un impact significatif sur le développement de pathogène et induire des distributions géographiques d’épidémies très différentes sur certaines régions du globe. Des travaux de recherche sont menés actuellement par exemple sur l’impact des aérosols en zone désertique et du climat sur les épidémies de méningites au Sahel (voir gisclimat et Sultan et al., (2005)). De nombreuses études ont porté sur l’aérosolisation des pollens, leur émission, leur transport dans l’air et sur l’impact sur la santé (voir la revue de l’action COST). Différentes approches de modélisation du transport du pollen comprenant des modèles de survie ont été proposées (Vogelet al., 2008 ; Dupont et al., 2006). Une équipe allemande (Burrows et al., 2009) a établi des cartes de dispersion des bactéries dans l’atmosphère à l’échelle globale à l’aide de modèles de circulation atmosphérique. Même si certains modèles climatiques comprennent des modules permettant de simuler le transport des aérosols tels que le modèle MesoNH avec le module aérosol ORILAM (Tulet., 2005), ou encore CHIMERE développé au LMD couplé avec divers modèles atmosphériques (MM5, WRF, ces derniers modèles sont utilisés à AIRPACA4 pour prédire la qualité de l’air en polluants dans la région Sud-Est), les bioaérosols restent encore difficile à prendre en compte dans ces modèles complexes, à la fois par manque de données pour paramétrer correctement les principaux processus d’émission, transport et inactivation, et d’autre part, en raison du comportement unique de chaque famille de microorganisme vis-à-vis de l’environnement. Des modélisations plus « simples » basées sur une représentation de la dispersion suivant par exemple un panache gaussien ont été plutôt employées pour estimer les distances que peuvent atteindre les microorganismes pour différentes applications (Dungan, 2010 ; Holmes et Morawska, 2006 ;Bausum et al., 1982).

Le virus

   Nous avons utilisé la souche MC0 cytopathogène du mengovirus murin (MVM), initialement obtenue par Martin et al. (1996), qui nous a été aimablement fournie par le Pr. A. Bosch (Université de Barcelone, Espagne) avec les cellules BGM (Buffalo Green Monkey Kidney) obtenues par Barron et al. (1970) et utilisées pour la production du virus. Les mengovirus ont été produits en milieu Dulbecco’s modified Eagle (Gibco ®, réf. : 31966047, USA) complété avec 10 % (v/v) de sérum de veau foetal, (Gibco ®, réf. : 10270098, USA), 5 % (v/v) d’acide aminé non essentiel (Fisher, réf. : 11350912), 1 % d’Antibiotique-Antifongique (Gibco ®, Pénicilline Streptomycine (réf. : 15290-018) et Fungizone (réf. : 15290-018) sous une atmosphère à 9 % de CO2 à 37°C. Un inoculum viral d’environ 105 gc est mis en contact pendant 60 min avec des cellules BGM à 90% de confluence en flacons de 175 cm2 (Greiner bio-one, réf. : 660175) ; le milieu de culture est renouvelé ensuite. Après 3 jours d’incubation, le milieu de culture est récupéré avec les cellules (sans action physique ou chimique pour décoller les cellules) et passé aux ultrasons pendant 10 cycles de 15 secondes chacun. La suspension ainsi obtenue est ensuite centrifugée pendant 5 min à 2700 g afin de faire sedimenter les débris cellulaires. Le surnageant est récupéré et aliquoté en doses d’environ 35- 40 mL stocké en tubes stériles de 50 mL (Falcon®) et conservé à -21°C. Pour chacune des expériences sous tunnel ventilé, 3 doses de 35-40 mL à environ 108 gc.mL-1 ont été mises à la température ambiante environ 1 h avant le lancement de l’expérimentation ; 100 mL sont ensuite dilués avec de l’eau pure (type MilliQ) ou de l’eau usée autoclavée pour aboutir à 1 L de suspension virale (1010 gc.L-1). Cette suspension a été apportée de manière aussi homogène que possible à l’aide d’un pulvérisateur. Pour les expériences de qualification des Impingers, l’un des deux types de biocollecteurs utilisés, la suspension virale initiale était diluée au 20ème dans du PBS au 10ème. La quantification du génome du mengovirus murin a été réalisée par RT-qPCR sans étape de préconcentration. En pratique, pour chaque solution de piégeage des Impingers, nous avons extrait entre 55 et 60 µL d’ARN viral à partir des 140 µL d’échantillon au moyen d’un kit d’extraction (kit QIAamp® Viral RNA (Qiagen®,ref : 52906)). Pour les filtres, une extraction directe par tampon de lyse a été réalisée au moyen du kit d’extraction. La RT-qPCR a été réalisée au moyen du kit RNA UltraSense® One-step Quantitative RT-PCR System (Life Technologies ® ref 11732-927) avec les amorces : antisens 5’ – GAAGTAACATATAGACAGACGCACAC – 3’, sens GCGGGTCCTGCCGAAAGT et sonde TaqMan ATCACATTACTGGCCGAAGC décrite par Pinto et al. (2009) selon les recommandations du fabricant. La concentration finale de l’amorce « reverse » est de 1124 nM, 625 nM pour les amorces « Forvard » et 312 nM pour les sondes. Toutes les amplifications ont été réalisées avec l’appareil Mx3005P PCR quantitative (qPCR) (Agilent Technologies, France).

Table des matières

CHAPITRE I) INTRODUCTION : QUELQUES ELEMENTS DE CONTEXTE
CHAPITRE II) SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
II.1. INTRODUCTION 
II.2. RESSOURCES EN EAU ; REUTILISATION DES EAUX USEES ET RISQUES ASSOCIES 
II.2.a. Eaux conventionnelles ; des problèmes croissants en quantité et qualité
II.2.b. Des risques très divers
II.2.c. Traitements des eaux usées et effets sur les pathogènes
II.2.d. L’évaluation quantitative des risques pour la santé
II.2.e. Lignes directrices proposées, règlementations et normes
II.3. LES VIRUS ENTERIQUES DE L’HOMME PRESENTS DANS LES EAUX USEES
II.3.a. Caractères généraux des virus
II.3.b. Présence des virus entériques de l’homme dans les eaux et l’air
II.4. DEVENIR « ATMOSPHERIQUE » DES VIRUS : AEROSOLISATION ET INACTIVATION
II.4.a. Aérosolisation ou ré-aérosolisation
II.4.b. Inactivation dans l’air
II.5. CONCLUSION
CHAPITRE III) AEROSOLISATION DES VIRUS A PARTIR DU SOL
III.1. INTRODUCTION 
III.2. MATERIELS ET METHODES
III.2.a. Matériels
III.2.b. Protocoles expérimentaux et plan d’expérience
III.2.c. Modélisation des processus, analyse d’incertitude et traitement des données
III.3. RESULTATS ET DISCUSSIONS
III.3.a. Incertitudes et biais liés aux métrologies et protocoles expérimentaux
III.3.b. Résultats des expérimentations sous tunnels
III.4. CONCLUSION 
CHAPITRE IV) INACTIVATION DANS L’ATMOSPHERE DES VIRUS
IV.1. INTRODUCTION
IV.2. MATERIELS ET METHODES
IV.2.a. Le Virus
IV.2.b. Protocoles expérimentaux et plan d’expérience
IV.2.c. Modélisation des processus ; traitement des donnés expérimentales
IV.2.d. Analyse de jeu de données expérimentales de la littérature :
IV.3. RESULTATS ET DISCUSSIONS
IV.3.a. Niveau initial d’inoculation des tubes ; tests d’homogénéité entre expériences
IV.3.b. Evaluation du maintien des nombres de copies génomiques d’ARN viral
IV.3.c. Inactivation des virus
IV.3.d. Analyse des nombres de copies génomiques d’ARN viral
IV.4. CONCLUSION
CHAPITRE V) CONCLUSION ET PERSPECTIVES
BIBLIOGRAPHIE GLOBALE

Télécharger le rapport complet