Soutenance mémoire
Morphologie
La morphologie générale des glossines est celle des mouches (figure 6A). Les glossines sont en effet des mouches allongées, robustes, de coloration brun-noirâtre, parfois jaunâtre mais jamais métallique. Elles diffèrent de la plus part des autres Muscoidae par l’adaptation de leurs pièces buccales à la piqure, ce qui les fait classiquement ranger dans le groupe des « muscoides piqueurs », auquel appartiennent les stomoxyinae (Troncy et al., 1981). Leur longueur est comprise entre 6 et 16 mm sans la trompe avec une moyenne de 8 à 11mm. Les ailes sont hyalines ou légèrement enfumées. Au repos, la tsé-tsé a normalement l’air assez mince car ses ailes sont repliées l’une sur l’autre au lieu de s’écarter vers l’extérieur en faisant un certain angle (Figure 6B). Les mâles sont en général plus petits que les femelles.
L’abdomen possède généralement des taches sombres sur fond clair jaunâtre. Les tarses des pattes postérieures ont seulement les deux derniers segments recouverts de poils noirs (on parle de « chaussette »). Les génitalia mâles ont des forficules supérieurs très renflés à l’apex,réunis par une membrane connective réduite. On observe une paire de plaques anales fusionnées et une plaque sternale sur les génitalia femelles (Figure 6C).
Cycle biologique
L’accouplement a lieu dans la semaine qui suit l’éclosion des femelles. Pour la plupart à l’âge de 3 jours : âge où elles attirent le plus les mâles car de la femelle à jeun émanent des phéromones spécifiques (Vincendeau, 1996). Ces mâles sont âgés en moyenne de 7 à 15 jours. Une seule insémination est suffisante pour toute la vie de la femelle, les spermatozoïdes sont stockés dans les spermathèques de la femelle et peuvent survivre pendant 200 jours.
Cependant, les femelles peuvent s’accoupler plusieurs fois. Elles sont larvipares et émettent une larve de troisième stade ou larve III .Elles sont extrêmement peu prolifiques et ne produisent que 6 à 10 larves dans leur vie, avec une fréquence d’une ponte tous les 10 jours en moyenne (Bussieras, 1991). La première larve est déposée à 16 jours d’âge en moyenne et il n’y a pas d’arrêt de la ponte avant la mort de la femelle. La larve expulsée s’enfonce de 2 à 7 cm de profondeur dans le sol et se transforme en une pupe en 15 minutes. La sortie du jeune adulte s’effectue environ 6 semaines plus tard. La glossine est alors appelée ténérale jusqu’àson premier repas sanguin (figure 7).
Distribution géographique de la trypanosomose animale africaine
Les trypanosomoses animales sont rencontrées exclusivement entre le 13 ème degré de latitude Nord et le 15 ème degré de latitude Sud. Elles ont une répartition superposée à celle des glossines. Trois continents (l’Afrique, l’Amérique du sud et l’Asie) sont victimes des trypanosomoses animales. Mais, c’est le continent africain qui enregistre de lourdes pertes dues au nagana. La trypanosomose animale africaine est constatée sur 10 millions de km2 enAfrique au Sud du Sahara, soit 37% du territoire africain, répartis en 3 millions de km2 de forêt tropicale et 7 millions de km2 de zone à vocation pastorale où l’élevage est limité à cause de la maladie (figure 8). Cela concerne 37 pays dont 13 sont presque totalement infestés (Leak, 1999). Cette superficie est infectée par 31 espèces et sous espèces différentes de glossines (Akoda, 2009). Les lieux d’habitat préférentiels des glossines diffèrent en fonctiondes groupes et de leurs besoins (température, humidité, végétation, …).
Les espèces du groupe morsitans vivent dans les savanes arborées et les forêts claires pendant la saison des pluies et dans des gîtes primaires, sous les bosquets et les taillis des cours d’eau et des vallées humides pendant la saison sèche. Bien qu’elles survivent aux écarts d’humidité relative, elles ont besoin d’endroits ombragés. A cause de la déforestation intense de certaines zones de savane et de l’activité humaine, certaines espèces se sont adaptées à d’autres écosystèmes.
Les espèces appartenant au groupe palpalis vivent dans la forêt secondaire, dans la végétation le long des cours d’eau, dans les marécages et dans les mangroves de l’Afrique occidentale (Verdier, 2005).
Les espèces du groupe fusca se retrouvent essentiellement dans les forêts tropicales d’Afrique Centrale et Occidentale (Leak, 1999). Quant àT. vivax, il est largement répandu en Afrique tropicale (Mainguet, 2000). En effet, on le retrouve en dehors de l’aire de distribution des glossines en raison de sa possibilité de transmission mécanique non-cyclique (du 12ème degré de latitude Nord au 23 ème degré de latitude Sud (Itard, 2003).
Les méthodes chimiques
Traitement de l’environnement
Il consiste au traitement de l’environnement par des insecticides rémanents, par pulvérisation terrestre ou aérienne (avions et hélicoptères) des sites de repos des glossines.
Pour la pulvérisation au sol, les insecticides les plus utilisés notamment au Nigeria, au Sénégal et au Tchad sont le DDT et le Dieldrin (Barret, 1997). Ce sont deux organochlorés dangereux à cause de leur pouvoir résiduel élevé et de leur stabilité entraînant à la longue une pollution de l’environnement.
L’épandage aérien utilise couramment l’Endosulfan (un organochloré) et la Deltaméthrine (un pyréthrinoïde), qui sont des insecticides moins rémanents que ceux qui sont utilisés dans la pulvérisation terrestre. D’autres insecticides biodégradables (Perméthrine, Deltaméthrine K) ont été expérimentés par l’OMS au Burkina Faso et en Côte d’Ivoire (Vitouley, 2005).
Ces méthodes ont permis des succès importants. Quelques 100.000 km de savane ont pu être traités efficacement grâce aux épandages aériens notamment au Nigeria, en Afrique du Sud, et au Zimbabwe (Sidibé, 1996). Cependant, l’utilisation de ces insecticides présente non seulement des inconvénients d’ordre économique (coût très élevé), mais aussi d’ordre écologique. En effet, les insecticides ont des effets néfastes sur l’environnement (pollution des eaux, des terres). Certains d’entre eux, tels que les organochlorés s’accumulent dans la chaîne alimentaire. Cette lutte non ciblée a été donc remplacée par une lutte chimique beaucoup plusciblée qui elle est sans effet direct sur la faune et les autres organismes.
Déploiement d’écrans ou de pièges
Il consiste à l’application d’insecticides rémanents sur des écrans ou des pièges qui attirent les glossines par leur couleur et parfois leur odeur et les éliminent par contact. Les supports de cette technique sont les pièges et les écrans.
Les pièges sont des enceintes composées de couleurs attractives (bleu phtalogène pour les glossines du groupe palpalis) et de couleurs sombres (noir), favorisant la pénétration des tsétsé par des ouvertures basses ou latérales (figure 10). Les tsé-tsé sont alors guidées vers une partie haute laissant passer la lumière (tissu moustiquaire) et des dispositifs anti-retour jusqu’à une cage située au sommet. Cette cage est obsolète dans le cas des pièges imprégnésd’insecticides (Cuisance et al., 2003) ;
Les écrans, versions simplifiées des pièges sont faits de deux morceaux de tissus noirs de 25 cm×100 cm chacun avec un tissu bleu au milieu de 50 cm×100 cm. De dimension 1m×1m, il se compose de tissu bleu et noir à 100% polyester (le coton seul favorise le lessivage rapide du produit et est donc déconseillé) de poids 114 g/m2 (figure 10).La résistance de la couleur du tissu est de 6-7 en plus de l’échelle de couleur pour eau et lumière (ISO 105 B02 : 1994). Il est traité pour donner une réflexion UV minimale. La résistance chimique anti-UV ajoute une durée de vie au tissu jusqu’à 4 fois plus longtemps que d’autre tissu.
Les insecticides utilisés sont essentiellement des pyréthrinoides, spécialement la deltamétrine, l’alphacypermetrine, la lambdacyhalothrine, la cyfluthrine et la bétacyfluthrine. Ces produits ont l’avantage d’être très efficaces contre les insectes et peu toxiques chez les animaux à sang chaud et chez l’homme.
Ces techniques offrent des rapports coût/bénéfice plus favorables et présentent des effets beaucoup plus limités sur l’environnement (Sidibé, 1996). Leur efficacité varie cependant en fonction des espèces de glossines.
Les méthodes non chimiques
Les approches écologiques
Ces approches visent la modification voire la suppression des biotopes des glossines. Cette lutte repose sur l’action sur l’habitat des glossines à travers l’éclaircissement forestier et sur la destruction de leurs hôtes-nourriciers par abattage de la faune sauvage. Elle est totalement écartée comme moyens actuels de lutte. Force est de constater malheureusement que la déforestation et la disparition de la faune se poursuivent pour d’autres raisons.
Les mesures de contrôle biologique
La lutte biologique par l’utilisation des prédateurs de parasites (champignons, virus, toxines de Bacillus thuringiensis) ou de parasitoïdes naturels des glossines, est une alternative pour sauvegarder l’environnement des effets nocifs que peuvent engendrer les autres méthodes. Pour qu’elle soit efficace, les organismes ennemis et les insectes cibles ne doivent pas appartenir à la même aire géographique ou écologique (Leak, 1999). Ici également les résultats des différents essais effectués n’ont pas été encourageants.
Les mesures génétiques : Technique de l’Insecte Stérile (TIS)
Développée par l’Agence Internationale de l’Energie Atomique (AIEA), cette technique repose sur la libération de mâles irradiés rendus ainsi stériles. Ces insectes en surnombre par rapport aux mâles sauvages de l’espèce cible s’accouplent avec les femelles sauvages, entraînant des accouplements infertiles, ce qui est « catastrophique » pour la dynamique de leur population, qui décline jusqu’à l’extinction si elle est isolée.
L’application de la TIS aux glossines est basée sur les paramètres biologiques et physiologiques suivants:
– la durée de vie moyenne des mouches tsé-tsé (environ 100 jours) ;
– le taux de reproduction: en moyenne une pupe tous les dix jours ;
– l’unique accouplement ou le nombre limité d’accouplements de la femelle au début de sa vie ;
– la présence de spermathèques chez la femelle permettant un stockage de sperme pour toute sa vie ;
– la possibilité de stériliser les mâles par voies physiques (radio stérilisation) et par voies chimiques (chimio stérilisation). La technique du mâle stérile est indiquée pour compléter d’autres méthodes notamment après une diminution drastique des populations de glossines. Pendant ce temps, des mouches mâles sont élevées et stérilisées en laboratoire en étant brièvement exposées à des rayons gamma provenant d’une source radioactive. Ces mouches stériles sont ensuite mises en liberté dans la zone ciblée, afin que la population de mouches restantes disparaisse peu à peu. Ainsi c’est une méthode de lutte très efficace utilisée dans les stades finaux d’une campagne de lutte intégrée (Vreysen, 2001). Cette technique de lâcher de mâles stériles a été bien étudiée et a donné de très bons résultats dans certaines régions comme dans la zone agropastorale de Sidéradougou au Burkina Faso (Cuisance et Itard, 1973 ; Cuisance et al., 1978 Hargrove et Langley, 1990). Elle a en revanche l’inconvénient d’être plus coûteuse et sa rentabilité repose donc sur un effet définitif, possible uniquement dans le cas d’une population isolée (Lefèvre., 2003).
Chimiothérapie et chimioprophylaxie
Compte tenu du coût élevé des opérations de lutte anti-vectorielle, la lutte contre la trypanosomose animale africaine repose en grande partie sur l’emploi des produits trypanocides. On estime en effet que 40 millions environ de doses de trypanocides sont administrées chaque année (Musa,2000).
Sous faible pression glossinienne, l’application de la chimiothérapie et/ou de la chimioprophylaxie est conseillée. Deux trypanocides, sous différentes marques déposées, dominent le marché depuis près de 30 ans: l’acéturate de diminazène et le chlorure d’isométamidium. Le Diminazène est utilisé à titre curatif et l’isométamidium est administré à titre préventif. Il est recommandé d’utiliser le diminazène à la dose de 3,5mg/kg de poids vif en solution de7% et l’isométamidium à la dose de 0,5 à 1mg/kg de poids vif en solution de 1%. Le diminazène peut également être utilisé à la dose de 7mg/kg de poids vif en solution de 7% contre T.brucei brucei . En zone d’enzootie, il est conseillé d’appliquer un traitement curatif suivi d’un traitement préventif dans les deux semaines qui suivent la guérison (Touré, 1973).
Pour assurer la protection des animaux sensibles pendant quelques mois, il est conseillé de réaliser la chimioprévention. Elle consiste à utiliser sur l’animal des insecticides en pulvérisation ou en « pour-on » ou par injection de molécules trypanocides. La plus utilisée est l’isométamidium à la dose de 0,5-1mg/kg qui permet une protection de 2 à 4 mois. Malheureusement, les traitements préventifs ont tendance en général, à sélectionner des souches résistantes du fait de leur élimination lente. Pour réduire les risques d’apparition de souches chimiorésistantes, il convient de pratiquer les traitements prophylactiques avec la plus grande prudence. L’apparition des résistances est certainement favorisée par l’emploi extensif et inapproprié de ces médicaments.
L’élevage d’animaux trypanotolérants
Certaines races bovines d’Afrique occidentale sont aptes à vivre et à se multiplier dans des régions infestées de glossines. Ce phénomène de trypanotolérance s’observe chez les taurins (Bos taurus taurus ) et chez leurs produits de croisement avec les zébus. Les taurins trypanotolérants regroupent les races Ndama, Baoulé, Sumba, Muturu des savanes, Lagunaire. Leurs produits de croisement trypanotolérants appartiennent aux races Djakoré, Borgou et Keteku (Coulomb, 1977). Au Burkina, les bovins trypanotolérants sont prédominants dans la région du Sud-ouest. Ils sont fortement représentés par les taurins de savane à « courtes cornes », notamment par la race Baoulé ou Lobi. On note depuis quelques dizaines d’années une pénétration croissante dans cette zone des races trypanosensibles provenant du nord du pays ou de pays voisins. Cette cohabitation raciale est à l’origine de l’accroissement du taux de métissage dans la région, phénomène dangereux pour la sauvegarde à long terme du patrimoine animal Baoulé pur (Lankoandé, 2002).
LUTTE CONTRE LA TRYPANOSOMOSE ANIMALE AU BURKINA FASO
Bref rappel historique
Pendant la colonisation, la trypanosomose humaine africaine (THA) et la trypanosomose animale africaine (TAA) ont constitué un sérieux frein à l’exploitation des territoires, aussi bien par la ponction démographique qu’elles infligeaient aux hommes avec la THA (Muraz, 1943) accentuant ainsi le problème de la main d’œuvre, que par le handicap alimentaire qu’elles créaient avec la TAA (Mornet, 1954). A cette époque l’administration coloniale a développé un plan pour le contrôle de la trypanosomose humaine africaine basé sur la détection et le traitement des cas (Jamot, 1930, 1926).Le programme était si efficace qu’après 30 ans, seulement quelques foyers de THA sont demeurés (Challier, 1986; Laveissière, 1976). Aujourd’hui, elle semble avoir disparu de cette région après quelques soubresauts dans les années 1970, tandis que la TAA continue de sévir.
Dans les années 1980, le Centre de Recherche sur les Trypanosomoses Animales (CRTA) et l’Ecole de Lutte Anti-Tsé-tsé (ELAT) ont joué un rôle important dans la recherche, la formation et la lutte contre la trypanosomose animale transmise par les glossines. Egalement, l’éradication de la trypanosomose a toujours constitué une priorité pour le Ministère des Ressources Animales (MRA) et pour le Centre international de recherche développement sur l’élevage en zone subhumide (CIRDES). Cependant les efforts de lutte contre la trypanosomose ont échoué car il n’y avait pas de coordination au niveau international (Adametal., 2012).
C’est dans ce contexte que le Burkina a adhéré à la première phase de la Campagne Panafricaine d’Eradication des Tsé-tsé et des trypanosomoses (PATTEC) qui commença ses activités en 2006 dans le pays. C’est le dernier programme en date dans la lutte contre la trypanosomose animale et la mouche tsé-tsé. Il vise à éradiquer la maladie sur 40.000 Km 2 pardesactions de contrôle et de lutte dans certaines zones pastorale de la zone d’intervention.
Plan de lutte de PATTEC Burkina
Zone d’intervention
Le projet initial du PATTEC est exécuté dans la première zone cotonnière de l’Ouest du Burkina Faso. Cette zone comprend les régions de la Boucle du Mouhoun, des Hauts-Bassins et du Sud-ouest et correspond au bassin versant du fleuve Mouhoun (figure11). Cette partie du pays a été identifiée comme zone prioritaire de lutte contre les trypanosomoses animales, principales contraintes à l’intensification de l’élevage, et leur élimination conduirait de ce fait à une augmentation importante de la production agricole (Hendrickx et al.,2004). Elle est située dans les zones écoclimatiques soudaniennes et soudano-guinéenes, avec une pluviométrie annuelle comprise entre 750 et 1050mm de pluie.
La végétation est dominée par les espèces telles que Mitragyna inermis, Mimosa pigra et Acacia seyal.Ces deux dernières forment par endroits des galeries forestières très épaisses et impénétrables, favorable au développement des glossines. Cette situation est aggravée par une chaîne de forêts classées tout le long de la branche descendante du fleuve Mouhoun depuis le barrage du Sourou jusqu’en dessous de la jonction de la partie commune des deux Balés avec le même Mouhoun.
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Table des matières
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
INTRODUCTION
CHAPITRE I: GENERALITES SUR LES TRYPANPANOSOMES ET LES GLOSSINES
I. LES TRYPANOSOMES
I.1.Classification du genre trypanosoma
I.2.Morphologie
I.3. Structure et physiologie
I.4. Cycle biologique
I.4.1. Chez la glossine
I.4.2. Chez l’hôte définitif
I.5. Les trypanosomes pathogènes du bétail au Burkina Faso
II. LES GLOSSINES
II.1. Taxonomie
II.2. Morphologie
II.4.Distribution géographique de la trypanosomose animale africaine
III. METHODES DE DIAGNOSTIC
III.1.Diagnostic clinique et diagnostic différentiel
III.2.Examens microscopiques directs
III.3.Examens microscopiques après concentration
III.4.Méthodes moléculaires
IV. METHODES DE LUTTE
IV.1. LA lutte anti-vectorielle
IV.1.1. Les méthodes chimiques
IV.1.1.1. Traitement de l’environnement
IV.1.1.2. Déploiement d’écrans ou de pièges
IV.1.1.3. Les animaux « appâts »
IV-1.2. Les méthodes non chimiques
IV-1.2.1. Les approches écologiques
IV-1.2.2. Les mesures de contrôle biologique
IV.1.2.3. Les mesures génétiques : Technique de l’Insecte Stérile (TIS)
IV.2. CHIMIOTHERAPIE et chimioprophylaxie
IV.3. L’élevage d’animaux trypanotolérants
IV.4 .COUTS DE LA LUTTE
CHAPITRE II : LUTTE CONTRE LA TRYPANOSOMOSE ANIMALE AU BURKINA FASO
I. BREF RAPPEL HISTORIQUE
II. PLAN DE LUTTE DE PATTEC BURKINA
II.1. Zone d’intervention
II.2.Les études de bases
II.2.1.Les prévalences parasitologiques
II.2.2. Les prévalences sérologiques
II.2.3.Valeur de l’hématocrite
II.2.4. Enquête entomologique de base
II.2.4.1. Méthode de l’enquête entomologique de base
II.2.4.2. Résultats de l’enquête entomologique
II.3.Les actions de lutte
II.3.1 La lutte anti-vectorielle
II.3.1.1. Pose des écrans
II.3.1.2. Traitements épi-cutanés
II.3.2.Chimiothérapie
II.4. Études de la chimiorésistance
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES
I. PRESENTATION DU SITE D’ETUDE
II. MATERIEL
II.1. Le matériel biologique
II.2. Trypanocides et insecticides
II.3.Matériel de laboratoire
III. METHODOLOGIE
III.1.Enquête de terrain
III.2. Analyses de laboratoire
IV. ANALYSE DES DONNEES
CHAPITRE II : RESULTATS
I. DESCRIPTION DU TROUPEAU
II. DIAGNOSTIC PARASITOLOGIQUE SELON LES SITES
III. PREVALENCE PARASITOLOGIQUE
IV. INCIDENCE BIMESTRIELLE
IV .1.Évolution générale
IV.2. Facteurs de variation de l’incidence
IV.2.1. Variation de l’incidence en fonction des villages
IV.2.2. Variation de l’incidence en fonction des saisons
IV.2.3. Variation de l’incidence en fonction de l’âge et du sexe
IV.2.4. Comparaison de l’incidence selon l’âge et selon la saison
IV.2.5. Comparaison de l’incidence selon le sexe et la saison
V. HEMATOCRITE
V.1.Taux d’hématocrite moyen
V.2. Variation de l’hématocrite selon l’âge
V.3. Variation de l’hématocrite selon le sexe
V.4. Variation de l’hématocrite selon le statut d’infection
V.5.Variation de l’hématocrite selon la saison
CHAPITRE III : DISCUSSION
I. DESCRIPTION DU TROUPEAU
II. PREVALENCE PARASITOLOGIQUE
III. INCIDENCE RELATIVE DES TRYPANOSOMES
IV. INCIDENCE DE LA TRYPANOSOMOSE
V. HEMATOCRITE
CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
