Les lichens ,bio-indicateurs de la pollution atmosphérique dans la région de Annaba

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Les espèces bio-indicatrices

Actuellement, nous avons besoin d’outils capables d’aborder de manière aussi globale et intégrée que possible, les phénomènes de la pollution, dans le souci d’améliorer nos connaissances et contrôler les phénomènes mis en cause (Blandin ,1986).
L’analyse directe des polluants, bien qu’indispensable en fournissant des données physico-chimiques quantifiées, elle ne permet pas de connaitre l’impact sur le milieu vivant. Si connaitre c’est mesurer, connaitre la pollution, c’est effectivement mesurer les concentrations des polluants présents mais aussi en mesurer les effets (Blandin ,1986).
La recherche de moyens de bio-surveillance des effets des polluants émis par les décharges dans l’eau, le sol, l’atmosphère et les écosystèmes environnants. Le recours aux organismes vivants présente l’intérêt d’observer la vie sous différentes formes et permet de servir, dans les conditions de perturbation, de signal d’alarme (Blandin ,1986).
L’utilisation d’organismes vivants comme bioindicateurs s’avère incontournable afin de faciliter les tests écotoxicologiques par les laboratoires, mais aussi leur utilisation par les gestionnaires de l’environnement, concerné par l’écotoxicologie.
Le terme de bioindicateur a été défini par Guelorget et Perthuisot (1984), qui considèrent que les bioindicateurs sont « des espèces ou groupes d’espèces qui, par leur présence et /ou abondance, sont significatifs d’une ou plusieurs propriétés de l’écosystème dont ils forment partie ».
Garrec et Van Haluwyn (2002), donnent un sens plus restrictif au terme de bioindicateur dans la mesure où ils le considèrent comme « un simple relais ne faisant référence qu’à des effets observables au niveau de l’individu se traduisant par des altérations morphologiques, tissulaires ou physiologiques (croissance et reproduction).
A l’heure actuelle, deux approches complémentaires, basés sur l’étude des organismes vivants, sont employées :
 La recherche de certaines espèces ou certains groupes d’espèces qui renseignent, par leur présence(ou leur absence) et/ou leur abondance, sur la qualité du milieu ; ces méthodes sont parfois associées à l’emploi de descripteurs mathématiques de la structure des communautés auxquelles appartiennent ces « bioindicateurs ».
 La mesure, au sein d’individus provenant du milieu naturel, de paramètres moléculaires, biochimiques, cellulaires ou physiologiques, regroupés sous le terme de « biomarqueurs » qui représente un changement observable et/ou mesurable au niveau moléculaire, biochimique, cellulaire, physiologique ou comportemental, qui révèle l’exposition présente ou passée d’un individu à au moins une substance chimique à caractère polluant (Lagadic et al., 1997).
Les espèces bioaccumulatrices présentent, par leur mode de vie et/ou leurs caractéristiques physiologiques et métaboliques, la capacité de bioaccumuler certains contaminants directement à partir du milieu ambiant ou par d’autres voies (nourriture par exemple) jusqu’à des niveaux nettement supérieurs au niveau de la contamination du milieu physique ( eau, sédiment , atmosphère, etc..) (Lagadic et al., 1997).
Deux processus sont responsables de la bioaccumulation de xénobiotiques dans les organismes :
• D’une part, la bioconcentration qui est un transfert direct à partir du milieu environnant (eau, sédiments, particules en suspension, etc…).
• D’autres part, la bioamplification qui résulte du transfert de molécules chimiques par voie
trophique.
L’accumulation de certains polluants par les espèces bioaccumulatrices facilite leur mise en évidence et leurs quantifications par des méthodes chimiques et/ou physiques en procédant à l’analyse d’échantillons de ces espèces (Lagadic et al., 1997).

Utilisation des lichens comme bioindicateurs

Les lichens sont utilisés:
 Comme indicateurs de la chimie des sols.
 Pour l’évaluation de la hauteur moyenne d’enneigement.
 Pour la datation de l’âge des moraines, d’après le diamètre des plus grands lichens crustacés, de leurs blocs rocheux.
Mais leur principal intérêt dans ce domaine, est leur utilisation possible dans la localisation des pollutions atmosphériques .Il y a plus d’un siècle qu’on a noté que, très sensibles aux fumées et poussières, ils ont totalement disparu des grandes villes et des zones industrielles. Cette question a donné lieu depuis trente ans à un grand nombre de travaux dans tous les pays industrialisés. (Van Haluwyn et Lerond , 1993 ; Ozenda , 2000 ).

Dosages Enzymatiques

Préparation de l’extrait enzymatique

La méthode adaptée afin d’otenir l’extrait enzymatique du végétal est celle de Loggini et al.,(1999). Après 3 et 7 jours de traitement, 500mg du végétal (mousses et lichens) est broyé à froid à l’aide d’un mortier dans un tampon phosphate (50ml NaK ,pH=7,2) à raison de 1ml du tampon pour 1 g de MF .L’homogénat est ensuite filtré à l’aide d’une toile adéquate avant de procéder à une centrifugation à froid à 12000g pendant 20mn(centrifugeuse sigma 3-16K).Le surnageant obtenu sera utilisé comme extrait pour la détermination des différents extraits enzymatiques.

Dosage de l’activité Ascorbate-peroxydases (APX)

L’activité ascorbate-peroxydase est réalisée suivant le protocole adopté par Nakano et Azada (1987). Le volume réactionnel final de 3ml contient : 100µl d’extrait enzymatique, 50µl d’H2O2 à 0,3% et 2850µl de tampon phosphate NaK-Ascorbate (50mM NaK, 0,5mM ascorbate, pH= 7,2). L’étalonnage de l’appareil se fait en l’absence de l’extrait enzymatique. La lecture est effectuée à 290 nm (Spectrophotomètre JENWAY 63000) pendant 1min et ce pour un coefficient d’extinction molaire ε = 2800M-1.cm-1, l’activité APX est exprimée en nmol/min/mg de protéines.

Dosage de l’activité Catalase (CAT)

L’activité catalase (CAT) est réalisée suivant la méthode de Cakmak et Horst, (1991). La décroissance de l’absorbance est enregistrée pendant trois minutes par un spectrophotomètre (JENWAY 6300) pour une longueur d’onde de 240nm et un coefficient d’extinction molaire ε =39400 M-1.cm-1.L Pour un volume final de 3ml, le mélange réactionnel contient : 100µl de l’extrait enzymatique brut, 50µl de peroxyde d’hydrogène H202 à 0,3% et 2850µl de tampon phosphate (50mM, pH= 7,2). L’étalonnage de l’appareil se fait en l’absence de l’extrait enzymatique. La réaction est déclenchée par l’addition d’eau oxygénée. L’activité catalase est exprimée en nmol/min/mg de protéines.

Dosage de malondialdehyde (MDA)

La peroxydation des lipides est estimée par l’évolution de la teneur en malondialdehyde (MDA) déterminée selon la méthode décrite par Alia et al.,(1995). L’homogénéisation du tissu végétal dans l’acide trichloroacétique (TCA) 5 % à raison de 10 ml pour 1g de tissu végétal est suivie d’une centrifugation pendant 15 mn à 12 000 g. Au surnageant est ajouté un volume égal d’acide thiobarbiturique (TBA) 0,5% dans le (TCA ) 20%. Le mélange est incubé à 100°C pendant 25 mn. L’absorbance du surnageant, obtenu après centrifugation à 10 000g pendant 5 mn, est lue à 532 nm. La densité optique est ensuite corrigée par la soustraction de l’absorbance non spécifique à 600 nm. La concentration de MDA est calculée en utilisant son coefficient d’extinction 155 mM-1cm-1. ΔD0 Vt X= x mg de protéines 155 Vs
X : micromole de substrat hydrolysé par mg de protéines (µM/mg de protéines).
∆D0 : différence de la densité optique obtenue après hydrolyse du substrat.
155 : coefficient d’extinction molaire du TBA (mM-1cm-1).
Vt : volume total dans la cuve : 1 ml .
Vs : volume du surnageant utilisé dans le dosage : 0.5 ml.
mg de protéine : quantité de protéines exprimée en mg.

Etude du métabolisme respiratoire

L’appareil utilisé est une électrode à oxygène, de type HANSATECH, qui permet la mesure de la production ou de la consommation d’oxygène. L’appareil comprend une cathode polarisé (-) en platine et une anode polarisé (+) circulaire en argent. Le contact entre les deux électrodes est établi par un pont de solution saturée de KCl, la suspension cellulaire est constamment remuée par un agitateur magnétique. L’application d’une faible tension électrique va provoquer la réduction électrolytique de l’oxygène présent dans la solution. Le courant qui traverse le circuit des deux électrodes quand la tension appliquée est en moy*enne de 0,7mV, varie linéairement en fonction de la concentration en oxygène dissout dans la suspension cellulaire selon la réaction : ½ O2 + 2 e- O–
La jaquette est maintenue à une température constante de 25°C. Cet appareil est relié à un ordinateur sur lequel les spectres apparaissent et sont ensuite enregistrés sur une imprimante de type (Epson-LQ 1027) (Djebar et Djebar, 2000).

Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme photosynthétique et respiratoire des mousses et des lichens

Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme photosynthétique des  mousses et des lichens

D’après cette figure (43) qui illustre l’effet des différentes concentrations de NPKs sur le métabolisme photosynthétique des lichens de l’espèce Ramalina farinacea , et après un traitement de 7 jours, on observe une nette augmentation de la quantité d’O2 produite dans le milieu dès la 2ème minute d’enregistrement pour l’échantillon témoin et à partir de la 4ème minute pour tous les échantillons traités.
L’échantillon traité avec la concentration 40mM, présente la quantité produite la plus élevée jusqu’au temps (10 min),soit : 11 nmole d’O2/100mg de PF (augmentation ≈ 62% par rapport au témoin).Tandis que le minimum de cette quantité a été enregistré au même temps (10min) pour l’échantillon témoin qui atteint : 4 nmole d’O2/100mg de PF.
Concernant les échantillons traités avec les autres concentrations (10,20,30 et 50mM) ,présentent tous des quantités d’oxygène produites supérieures à celles du témoin d’où une stimulation de la photosynthèse.

Technique de transplantation des lichens

Historique

Les premières transplantations de lichens ont été réalisées il ya une centaine d’année dans la ville de Munich (ARNOLD ,1891-1901).Depuis deux techniques ont été abondamment utilisées pour les transplantations de lichens épiphytes :
 La première technique a été mise au point par BRODO (1961).Elle consiste à greffer un disque d’écorce supportant un lichen sur un phorophyte de même espèce,en absence d’arbres,SCHONBECK(1969) propose de fixer les disques d’écorce sur des planches.
 La deuxième technique consiste à exposer en milieu pollué des branches recouvertes de thalles épiphytes. C’est la technique que nous avons choisie dans notre expérimentation. Ainsi des thalles d’hypogymnia physodes (Déruelle et Guilloux,1993) et de Ramalina duriaei (Garty et Fuchs,1982) ont été, de cette façon, soumis à la pollution automobile.
La technique de transplantation, déjà largement répandue dans les études de bioaccumulation a été utilisée plus récemment pour la recherche de biomarqueurs ( teneur en chlorophylle, paramètres de stress oxydant, etc …).

Durée des transplantations

Les transplantations ont été effectuées à deux reprises : le 22 Janvier et le 21 Février 2008/2009 sur les 5 sites. La durée maximale de transplantation n’a pas dépassé 1mois : le premier prélèvement a lieu le jour de la deuxième transplantation, et pour cette dernière le prélèvement a été effectuée le 22Mars 2008/2009.
Les thalles transplantés ont toujours été prélevés le même jour pour chaque site et des échantillons témoins ont été récoltés sur les sites de prélèvement témoin (Séraidi) le même jour que les lichens transplantés.

Stratégie et lieux de transplantation

La stratégie d’échantillonnage mise en œuvre pour le prélèvement des lichens et la mise en place des transplants est basée sur l’éloignement du complexe d’engrais phosphato-azotés FERTIAL et sur la direction des vents dominants (Gombert et Asta,1997)(rose des vents fournie par la station les Salines de Annaba située approximativement à 5 Km de l’usine).
Ces transplants végétaux ont été utilisés dans le but de mettre en place une stratégie de surveillance de la pollution par les NOx émise par le complexe d’engrais phosphato-azotés « FERTIAL » de ANNABA.
Cinq sites de transplantation ont été retenus : 400m,800m,1200m,1600m et 2000m par rapport à l’usine FERTIAL.

Table des matières

Table des matières
Chapitre I Mise en évidence de l’effet de l’engrais « NPKs » sur les mousses et les lichens
I.Introduction
1. Généralités sur l’engrais NPK
1.1.Histoire et rôle
1.2.Applications
2.Les espèces bio-indicatrices
Objectifs
But de travail
II. Matériel et méthodes
1.Matériel chimique
2 .Matériel biologique
2.1.Les mousses
2.1.1. Caractères généraux des Bryophytes
2.1.2. Morphologie et physiologie
2.1.3. Classification
2.1.4. Mousses, environnement et pollution
2.1.5. L’espèce de Mousse choisie
2.2.Les lichens
2.2.1.Généralités
2.2.2.Historique
2.2.3.Morphologie et physiologie
2.2.4.Propriétés
2.2.5.Utilisations de lichens comme bio-indicateurs
2.2.6.L’espèce de lichen choisie
3.Méthodes
3.1.Méthode de préparation du milieu de culture
3.2.Méthodes de dosage
3.2.1.Dosage de la chlorophylle
3.2.2.Dosage de la proline
3.2.3.Dosage des proteines totales
3.2.4.Dosage des sucres totaux
3.2.5.Dosage enzymatiques
3.2.5.1.Préparation de l’extrait enzymatique
3.2.5.2. Dosage de l’activité Ascorbate-peroxydases (APX)
3.2.5.4.Dosage de l’activité glutathion-S-transférase(GST)
3.2.5.5.Dosage de glutathion (GSH)
3.2.5.6.Dosage de malondialdéhyde (MDA)
4.Etude du métabolisme respiratoire
5.Etude du métabolisme photosynthétique
6. Etude statistique
III.Résultats
1.Traitement 3jours
1.1.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur les variations du taux de proline
1.2.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur les teneurs moyennes de sucres totaux
1.3.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur les teneurs moyennes de protéines totale
1.4.Effets de NPKs sur les variations des teneurs des chlorophylles (a,b et a+b)
1.5.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le taux de GSH
1.6. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur l’activité GST
1.7. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur l’activité CAT
1.8. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur l’activité APX
1.9. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le taux de MDA
1.10.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme photosynthétique et respiratoire des mousses et des lichens
1.10.1.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme photosynthétique des mousses et des lichens
1.10.2.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme respiratoire des mousses et des lichens
2.Traitement 7 jours
2.1.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur les variations du taux de proline
2.2.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur les teneurs moyennes de sucres totaux
2.3.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur les teneurs moyennes de protéines totales
2.4.Effets de NPKs sur les variations des teneurs des chlorophylles (a,b et a+b)
2.5.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le taux de GSH
2.6.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur l’activité GST
2.7. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur l’activité CAT
2.8. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur l’activité APX
2.9. Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le taux de MDA
2.10.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme photosynthétique et respiratoire des mousses et des lichens
2.10.1.Effets des concentrations croissantes de NPKs sur le métabolisme photosynthétique des mousses et des lichens et des lichens
IV.Discussion
Chapitre II Les lichens ,bio-indicateurs de la pollution atmosphérique dans la région de Annaba
1.Introduction
2.Généralités sur les lichens
3.Morphologie
4.Caractéristiques de la zone d’étude(Annaba)
4.1.Localisation géographique
4.2.Données climatiques
4.2.1.Températures
4.2.2.Les précipitations
4.2.3.L’humidité
4.2.4.Le vent
Partie I
1.Technique de transplantation des lichens
1.1.Historique
1.2.Durée des transplantations
1.3.Stratégie et lieux de transplantation
1.4.Récolte de l’espèce lichénique
2.Estimation de la pollution atmosphérique
2.1.Choix des sites d’échantillonnage
2.2.Technique de transplantation
2.3.Dosage du rapport MF/MS
3.Résultats
3.1.Effets de la pollution atmosphérique sur les paramètres biochimiques des lichens
3.1.1.Variations de la teneur en proline
3.1.2.Variations des teneurs en proteines totales
3.1.3.Variations des teneurs en sucres totaux
3.1.4.Variations du taux MF/MS
3.1.5.Variations du taux de GSH
3.1.6.Variations de l’activité GST
3.1.7.Variations des teneurs en chlorophylles (a,b et a+b)
3.2.Effet de la pollution atmosphérique sur le métabolisme photosynthétique des lichens transplantés transplantés
PartieII
1.Comparaison des thalles transplantés à différentes distances
1.1.Durée de transplantation
1.2. Le réseau de surveillance de l’air de la ville de Annaba « SAMA SAFIA »
1.2.1.Localisation des stations de mesure
1. 2.2.Les objectifs du réseau « SAMA SASIA »
1.3.Concentrations des polluants dans l’atmosphère au niveau de 4 stations
2.Automatisation des contrôles
3.Stratégie d’échantillonnage
4. L’espèce de lichen choisie
5.Choix du site d’échantillonnage
5.1.Localisation géographique
5.2.Climat
6.Choix des lieux de transplantation
7.Résultats
7.1.Comparaison des paramètres biochimiques entre les deux espèces lichéniques : R. farinacea et X. parietina
7.1.1.Proline
7.1.2.Proteines totales
7.1.3.Sucres totaux
7.1.4.Taux MF/MS
7.1.5. Taux de GSH
7.1.6.Activité GST
7.1.7. Les chlorophylles (a,b et a+b)
7.1.7.1.Comparaison des teneurs en chlorophylles (a,b et a+b) chez les deux espèces :R. farinacea et X. parietiena (Année 2008)
7.1.7.2.Comparaison des teneurs en chlorophylles (a,b et a+b) chez les deux espèces :R. farinacea et X parietiena (Année 2009)
7.2.Comparaison de l’effet de la pollution atmosphérique sur le métabolisme photosynthétique des deux espèces lichéniques : R. farinacea et X. parietina
7.3. Comparaison de l’effet de la pollution atmosphérique sur le métabolisme respiratoire des deux espèces lichéniques : R. farinacea et X. parietina
Conclusion générale
Perspectives
References bibliographiques

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