Soutenance mémoire
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Cycle chez l’homme (Carnevale et al., 2009 ; Cowman et al., 2012)
Au cours d’une piqûre sur un vertébré, l’anophèle porteur de parasite transmet des sporozoïtes, qui sont les formes parasitaires infectantes pour l’hôte vertébré. Après une courte période de transit dans la circulation générale, les sporozoïtes envahissent les hépatocytes : c’est le début de la phase hépatocytaire encore appelée phase exo-érythrocytaire (Figure 2). Les sporozoïtes se multiplient pour former une masse multinuclée appelée schizonte hépatique. Dans le cas de certaines espèces de Plasmodium, des sporozoïtes peuvent rester quiescents dans le foie sous forme d’hypnozoïte, avant d’entamer une schizogonie tardive qui sera à l’origine d’accès palustres survenant plusieurs mois ou plusieurs années après l’infection (P. ovale et P. vivax).
Chez les espèces qui ne possèdent pas de formes de persistance hépatique (cas de P. falciparum et P. malariae), le schizonte éclate après une période d’incubation de huit à quinze jours, ce qui conduit à la libération de plusieurs dizaines de milliers de mérozoïtes dans la circulation sanguine. Ces mérozoïtes envahissent alors les hématies, initiant ainsi le cycle érythrocytaire responsable des symptômes de la maladie (Figure 2). Une fois dans l’hématie, le mérozoïte se différencie en trophozoïte uninucléé. A partir de ce stade commence une phase réplicative intense donnant naissance à un schizonte qui, après segmentation, forme une rosace puis libère 8 à 32 mérozoïtes suivant les espèces, qui vont à leur tour réinfecter des érythrocytes sains. Après un nombre variable de divisions certains trophozoïtes se différencient pour donner naissance à des gamétocytes, qui sont les formes sexuées du parasite.
Cycle chez les moustiques (Cowman et al., 2012 ; Billingsley & Rudin, 2015)
Lors d’un repas sanguin sur une personne infectée, l’anophèle femelle ingère les gamétocytes. Une fois dans la lumière du tube digestif de l’insecte, Plasmodium entame la phase sporogonique, qui commence par la transformation des gamétocytes mâles et femelles en gamètes (Figure 2). Entre vingt minutes et deux heures après le repas de sang se produit alors la fécondation entre les gamètes, puis le zygote issu de cette fécondation se transforme en ookinète. Après une vingtaine d’heures, l’ookinète traverse l’épithélium digestif du moustique pour venir se loger au niveau de la membrane basale de l’épithélium, où il évolue en oocyste. Ce dernier se divise immédiatement en donnant des milliers de formes haploïdes. Les cellules dans l’oocystes prennent une forme allongée et se transforment en sporoblastes puis en sporozoïtes. Lorsque les sporozoïtes sont formés, ils sont libérés dans l’hémocoele de l’insecte. Les sporozoïtes gagnent alors les glandes salivaires et se rassemblent dans le canal salivaire, prêts à être injectés avec la salive dans l’organisme d’un vertébré lors d’un prochain repas sanguin.
Les anophèles, vecteurs des plasmodies
Les moustiques du genre anophèle (Cf. Annexe 1.b. Position systématique d’anophèles) ont une répartition quasiment mondiale (Sinka et al., 2012) dépendante de la température et de la pluviosité. Il existe 485 espèces d’anophèles dans le monde (Harbach & Kitching, 2016).
Bio-écologie d’anophèle et morphologie
Les anophèles sont des insectes à métamorphose complète (insectes holométaboles), qui présentent quatre stades au cours de leur vie (Figure 3). Les trois premiers stades sont classés stades pré-imaginaux : les oeufs, larves et nymphes et sont aquatiques. Le dernier stade est appelé stade imaginal ou adulte.
Les anophèles pondent en moyenne entre100 à 150 oeufs. Les oeufs sont pondus isolément sur la surface de l’eau et sont munis de deux flotteurs latéraux (Figure 4a). Les oeufs sont très sensibles et ne résistent généralement pas à la dessiccation. A maturité, les oeufs éclosent généralement après 48 heures et donnent des larves.
Les larves d’anophèles passent par quatre stades de développement successifs entrecoupés chacun d’une mue. Elles sont facilement reconnues par leur position horizontalement à la surface de l’eau avec le côté dorsal vers le haut. Elles adhèrent à la surface de l’eau par des soies palmées situées sur la face ventrale de l’abdomen (Figure 4b). La durée de vie larvaire est d’une à deux semaines selon les espèces et les conditions écologiques dont la température (Carnevale et al., 2009). Les gîtes larvaires d’anophèles sont très variés: mares permanentes ou temporaires, anses de rivières, bords de lacs, empreintes de pas, des casiers rizicoles. Les réseaux d’irrigation constituent souvent des gîtes favorables. Quelques rares espèces colonisent de petits gîtes comme des creux d’arbre (An. plumbeus en Europe) ou des récipients de stockage d’eau à usage domestique (An. stephensi en Inde).
A la fin du 4éme stade, la larve subit une métamorphose complète en donnant une nymphe. Cette dernière est facile à distinguer par la coalescence de la tête et du thorax qui forment un céphalothorax auquel fait suite un abdomen de 10 segments (dont 8 sont bien visibles), qui se termine par 2 palettes natatoires (Figure 4c). La nymphe est mobile, ne s’alimente pas et à la forme d’une virgule. La durée de vie de la nymphe est courte, un à deux jours généralement, rarement plus, en fonction de la température. La nymphe représente le dernier stade de la vie pré-imaginale.
Les premiers jours de la vie imaginale permettent le durcissement de la cuticule. Un délai de 24 heures est souvent nécessaire à la femelle pour que ses pièces buccales durcissent pour pouvoir percer l’épiderme des hôtes vertèbres. Après l’émergence, les femelles sont fécondées avant de partir à la recherche d’un premier repas de sang ; les mâles restent à proximité des gîtes larvaires attendant l’émergence de nouvelles générations de femelles pour les féconder.
Les vecteurs de Plasmodium à Madagascar
Sur les 26 espèces d’Anophèles présentes à Madagascar (Cf. Annexe 2) (Tantely et al., 2016) , seules 6 sont vectrices de Plasmodium du paludisme humain : An. gambiae, An. arabiensis, An merus, An. funestus, An. mascarensis et An. coustani (Fontenille et al., 1988 ; Marrama et al., 1999 ; Duchemin et al., 2001 ; Tsy et al., 2003 ; Le Goff et al., 2006 ; PNLP, 2011 ; Nepomichene et al., 2015).
Le complexe An. gambiae s. l., Giles. 1902
Le complexe An. gambiae s. l. est relativement bien connu, entre autres grâce aux travaux pionniers de Holstein (1957), Davidson (1962), Paterson (1964), Hunt (1973), Coluzzi, et al. (1979) et Coetzee et al. (2013).
An. arabiensis, An. gambiae et An merus sont incriminés dans la transmission du paludisme à Madagascar (Duchemin et al., 2001 ; Le Goff et al., 2006 ; Le Goff et al. 2006 ; PNLP, 2011, 2012). La distribution des espèces du complexe An. gambiae s. l. est surtout fonction des faciès bioclimatiques et, dans une moindre mesure, de l’altitude (Figure 5).
An. arabiensis est la seule présente sur le Haut Plateau Central (HPC) au-dessous de 1000 mètres d’altitude (Figure 5). Il s’agit d’une espèce endophage et exophile ce qui lui confère un rôle dans le paludisme instable (PNLP, 2011, 2012). Ses gîtes larvaires sont des collections d’eaux temporaires peu ombragées à végétation basse, elle est de ce fait liée aux pluies et à la riziculture en début de croissance. An. gambiae quant à elle est présente sur les versants Ouest et Est en-dessous de 1000 mètres d’altitude où elle coexiste avec An. arabiensis (Ralisoa, 1996) (Figure 5). Cette espèce est anthropophile, endophage et exophile. Ses gîtes sont des collections d’eaux temporaires ensoleillées et sans végétations (mares, flaque d’eau, ornières, etc…) (PNLP, 2011, 2012).
An. merus a une zone de distribution restreinte. Cette espèce est présente dans l’extrême Sud de la Grande île (Tuléar) (Figure 5), dans la partie la plus sèche du domaine sub-aride (Chauvet, 1969 ; Tsy et al., 2003 ; PNLP, 2011, 2012). An. merus préfère les eaux saumâtres côtières.
Les stratégies de gestion de la résistance aux insecticides
Les stratégies de gestion de la résistance aux insecticides pour la lutte antivectorielle reposent essentiellement sur la rotation d’insecticides, les mélanges et combinaisons d’insecticides et les traitements en mosaïques (OMS, 2012 ; Baldet et al., 2014).
La rotation d’insecticides
Ce type de stratégie repose sur une utilisation de plusieurs insecticides à modes d’action différents, en alternance dans le temps.
Le programme OCP (Onchocerciasis Control Programme) en Afrique de l’Ouest est l’exemple le plus emblématique d’une stratégie réussie de gestion de la résistance des vecteurs en Santé Publique. En effet, face à la résistance au téméphos chez les simulies en 1980, ce programme a mis en place une stratégie pour les traitements anti-larvaires basés sur la rotation de sept (7) insecticides appartenant à 4 familles (pyréthrinoïdes, organochlorés (DDT), organophosphorés et carbamates). Cette stratégie permit la régression de la résistance aux organophosphorés et le maintien de la sensibilité des simulies à ces 4 familles insecticides pendant les vingt années suivantes du programme en assurant ainsi l’efficacité sur le long terme des opérations de lutte antivectorielle, jusqu’à l’arrêt du programme (Yaméogo et al., 2003).
Mélanges et combinaisons d’insecticides
Cette stratégie consiste à utiliser des associations insecticides-insecticides, insecticides-synergistes ou bien encore insecticides-répulsifs permettant de produire un effet synergique capable d’augmenter la durée d’efficacité des substances actives, de diminuer les doses efficaces et présente également une action insecticide sur les insectes résistants à l’insecticide lorsque celui est utilisé seul.
Des essais à petite échelle de moustiquaires bi-traitées en mosaïque (Guillet, 2001) ou d’associations moustiquaires et imprégnation intradomiciliaire (Djènontin et al., 2009) ont montré de bons résultats contre des moustiques résistants aux pyréthrinoïdes. Toutefois leur intérêt à ralentir le développement de la résistance à l’échelle opérationnelle n’a pas encore été démontré (Corbel et al., 2012).
Traitements en mosaïques
L’utilisation d’insecticides en mosaïque fait également appel à une combinaison d’insecticides, utilisés ici selon une alternance spatiale. La population d’insecte d’une zone donnée est soumise à un insecticide, tandis que la population de la zone adjacente est soumise à un autre insecticide. Un essai à large échelle a été mené sur l’utilisation de plusieurs familles d’insecticides en mosaïque contre le vecteur local An. albimanus dans 24 villages au Mexique (Penilla et al., 1998). Les résultats de ce travail furent un grand succès.
Toutefois, face à la résistance généralisée des principaux vecteurs du paludisme aux pyréthrinoïdes et à d’autres classes d’insecticides, il est essentiel de développer la recherche de nouvelles molécules d’insecticides de remplacement, afin de pouvoir mettre en place durablement et efficacement les programmes de lutte contre le paludisme et d’autres maladies à transmission vectorielle (Zaim & Guillet, 2002).
Recherche de nouvelles molécules alternatives pour la lutte antivectorielle
Les produits dérivés des plantes sont considérés comme des sources précieuses de nouvelles substances bioactives (Koul et al., 1990). En effet, plusieurs études montrent l’effet remarquable des extraits des plantes pour le contrôle des insectes.
Trois raisons restent importantes pour l’utilisation des produits dérivés des plantes contre les insectes nuisibles à la santé et culture :
– ils fournissent parfois le contrôle le plus efficace des insectes nuisibles qui sont devenus résistants à d’autres insecticides.
– ils sont rapidement biodégradables et présentent un risque relativement faible pour les organismes non ciblés, y compris les prédateurs bénéfiques et les parasites qui aident à réguler les ravageurs, les prédateurs supérieurs dans les chaînes alimentaires et les consommateurs humains des cultures traitées.
– ils sont d’origine naturelle ou dérivés ou fabriqués avec une technologie minimale, de sorte qu’ils sont parfois acceptés par les programmes de certification biologique et par certains groupes de consommateurs; ils peuvent aussi être disponibles plus facilement que les insecticides synthétiques dans certains pays en développement.
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Table des matières
I. INTRODUCTION
II. REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
II.1. Généralités sur le paludisme
II.1.1. Historique du paludisme
II.1.2. Plasmodium, agent pathogène du paludisme
II.1.2.1. Les différentes espèces plasmodiales
II.1.2.2. Cycle de vie des parasites du paludisme
II.1.3. Les anophèles, vecteurs des plasmodies
II.1.3.1. Bio-écologie d’anophèle et morphologie
II.1.3.2. Les vecteurs de Plasmodium dans le monde
II.1.3.3. Les vecteurs de Plasmodium à Madagascar
II.2. Généralités sur la lutte antivectorielle du paludisme
II.2.1. La lutte antivectorielle actuelle
II.2.2. Les insecticides utilisés pour la lutte antivectorielle du paludisme
II.3. La résistance chez les vecteurs de Plasmodium
II.3.1. Les mécanismes de résistance connus chez les insectes
II.3.1.1. La résistance métabolique
II.3.1.2. La résistance par la modification de la cible
II.3.1.3. La résistance comportementale
II.3.2. Les cas de résistance dans le monde et à Madagascar
II.4. Gestion de la résistance
II.4.1. Les stratégies de gestion de la résistance aux insecticides
II.4.1.1. La rotation d’insecticides
II.4.1.2. Mélanges et combinaisons d’insecticides
II.4.1.3. Traitements en mosaïques
II.4.2. Recherche de nouvelles molécules alternatives pour la lutte antivectorielle
II.4.2.1. Plantes utilisées en lutte antivectorielle
II.4.2.2. Le neem « Azadirachta indica »
III. MATERIELS ET METHODES
III.1. Sites d’étude
III.1.1. Présentation de la zone d’étude
III.1.2. Choix du site
III.2. Test biologique
III.2.1. Collecte des larves d’anophèles
III.2.2. Produit insecticide
III.2.3. Méthode
III.2.3.1. Déroulement du test
III.2.3.2. Préparation des différentes concentrations d’extrait de neem
III.3. Constitution de spécimens de références
III.4. Analyse moléculaire : PCR diagnostique du complexe An. gambiae s. l. des échantillons des moustiques au laboratoire
III.5. Traitements de données
IV. RESULTATS
IV.1. Abondance des larves
IV.2. Taux de mortalité des larves d’anophèles traitées aux extraits huileux de neem
IV.3. Cinétique de la mortalité larvaire
IV.4. Identification morphologique et moléculaire
IV.4.1. Cas des adultes
IV.4.2. Cas des larves
V. DISCUSSION
VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIES
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