Les hydroperoxydes

Les hydroperoxydes

Intérêt des protéines de poisson et de leurs hydrolysats

Le poisson représente une source importante de protéines dans de nombreux pays en développement. Selon l’Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture, FAO, (2014), le poisson représentait en 2010, 17% des apports de protéines animales dans le monde et 6,5% de toutes les protéines consommées. Le poisson qui constitue un aliment particulièrement nutritif, renferme de nombreux micronutriments souvent absents dans les régimes alimentaires des pays pauvres (FAO, 2014 ; 2012). La pêche et l’élevage (aquaculture) jouent un rôle fondamental dans la nutrition. En 2010, la production mondiale a atteint 148 millions de tonnes de poisson, dont 128 millions de tonnes consacrés pour l’alimentation humaine. En 2011, la production a augmenté jusqu’à 155,7 millions de tonnes, dont 131 millions de tonnes destinés à l’alimentation. En 2012, elle est estimée à 158 millions de tonnes (FAO, 2014) (Fig. 1). Au cours de ces dernières années, la consommation de poisson a progressé, dans les pays développés et les pays en développement, à un rythme supérieur à 2,5% par an (Peterson & Fronc, 2007) et ce dernier a tendance à augmenter avec le développement des pays pauvres tels que la Chine et l’Inde (Garcia & Rosenberg, 2010).

La consommation mondiale de poisson est passée de 9,9 kg/habitant en 1960 à 19,2 kg/habitant en 2012 (FAO, 2014) (Tableau I). L’Asie représentait les deux tiers de la consommation totale de poisson, avec 21,4 kg/habitant en 2011, identique à celle de l’Europe (22,0 kg/habitant/an), de l’Amérique du Nord (21,7 kg/habitant/an) et de l’Océanie (25,1 kg/habitant/an). La consommation est plus basse en Afrique, en Amérique latine et au Proche-Orient; elle représente respectivement, 10,4, 9,9 et 9,3 kg/habitant/an (FAO, 2014). L’Algérie est caractérisée par un plateau continental qui se classe 11éme sur une échelle de 20 pays méditerranéens. A fin 2005, la production nationale de poisson, a atteint 139.000 tonnes, alors qu’elle représentait 137.108 tonnes en 2004. Les espèces halieutiques les plus consommées sont : petits pélagiques, grands pélagiques, requins et squales, crustacés et mollusques. Actuellement, l’Algérie pêche presque 230 000 tonnes par an (DPRH, 2014 ; 2013).

La consommation du poisson dans notre pays a connu une progression considérable. D’après des études récentes, le ratio-alimentaire du poisson en Algérie est environ 5 kg/habitant/an, alors que les recommandations d’une consommation moyenne propre au pays méditerranéens sont de 11,4 kg/habitant/an (Matarese, 2015). En Algérie, la sardine, la sardinelle et autres petits poissons pélagiques occupent une place primordiale dans l’équilibre alimentaire et les captures halieutiques nationales. Au niveau de la Wilaya d’Oran, une production de 331 tonnes de sardine (sardina pilchardus) a été enregistrée en 2008. Elle a augmenté en 2010 pour atteindre 3117 tonnes. En 2012, elle a continué à progresser, elle est arrivée à environ 3400 tonnes de sardine au niveau du port d’Oran seulement (DPRH, 2012). À fin 2012, une récolte de 125 tonnes/jour de poissons pélagiques a débarqué sur les quais d’Oran et d’Arzew. 39 tonnes/jour de sardine, 22 tonnes/jour de saurel, 20 tonnes/jour de bogue, 19 tonnes/jour de sardinelle, plus des quantités appréciables de crustacés. En 2013, la production a atteint 53 tonnes/jour de sardine à la wilaya d’Oran (DPRH, 2013). Cependant, selon les analyses des experts, il y a un déséquilibre entre l’offre et la demande de sardine. 100 000 tonnes de ce poisson bleu qui sont pêchées annuellement pour une demande estimée à 200 000 tonnes, soit 50% des besoins nationaux (MPRH, 2015).

Les hydrolysats de protéines de poisson

Les hydrolysats sont obtenus par hydrolyse protéique du muscle, du poisson entier ou de ces co-produits (Guérard et al., 2005). Ces hydrolysats peuvent jouer un rôle important dans l’amélioration de la structure et la qualité organoleptique des aliments (Canabady-Rochelle & Hedhilib, 2012). Ils sont largement utilisés en alimentation humaine ou animale pour leurs propriétés aromatiques, fonctionnelles ou nutritionnelles (Guérard et al., 2010 ; Folador et al., 2006). En effet, ils sont utilisés comme compléments protéiques. Ils permettent une meilleure assimilation des acides aminés. Leur teneur en acides aminés essentiels est supérieure ou égale à celle de la protéine standard (Infofish International, 2002). Ils sont très digestes et possèdent une haute qualité nutritive. De plus, ils sont les plus valorisés dans le domaine de l’aquaculture où ils remplacent partiellement la farine de poisson (Tang et al., 2008 ; Penda, 2008 ; Kotzamanis et al., 2007). D’un autre côté, les hydrolysats de protéines de poisson occupent une place primordiale dans le domaine industriel pour leur intérêt nutritionnel et leur incorporation dans les régimes destinés à l’alimentation humaine. C’est la raison pour laquelle les propriétés fonctionnelles telle que la solubilité, la rétention d’eau, la capacité émulsifiante et le pouvoir moussant ont été largement étudiées afin de déterminer dans quelle mesure ces hydrolysats permettent de modifier les caractéristiques fonctionnelles des aliments (Pacheco-Aguilar et al., 2008). En effet, plusieurs études ont montré que les propriétés des hydrolysats sont influencées par les conditions d’hydrolyse (Qian et al., 2007).

Plusieurs études ont monté également que les hydrolysats et les peptides bioactifs d’origine marins ont un potentiel nutraceutique en raison de leur efficacité dans la prévention et le traitement de maladies (Kim & Wijesekara, 2013). De nombreux auteurs se sont intéressés à la recherche et l’identification des peptides bioactifs au sein des hydrolysats de protéines de poisson. En effet, plusieurs peptides marins ont été isolés au cours des dernières années. Les plus connus sont les peptides marins hypotensifs et inhibiteurs de l’Enzyme de Conversion de l’Angiotensine-I (ACE) (Darewicz et al., 2014 ; Balti et al., 2010). En effet, de nombreuses études réalisées chez des rats spontanément hypertendus ont montré une activité anti-hypertensive inhibitrice de l’ACE des peptides marins (Zhao et al., 2009 ; Fahmi et al., 2004). Un certain nombre d’études ont observé que les peptides provenant de différents hydrolysats protéiques marins sont des antioxydants; ces peptides ont été isolés à partir des organismes marins tels que le calmar géant, la sardinelle, le hoki, le thon, la morue, le merlu du Pacifique, le capelan, le maquereau, le lieu de l’Alaska (Chi et al., 2014 ; Kim & Wijesekara, 2013 ; Bougatef et al., 2009).

De plus, des peptides antimicrobiens d’origine marin ont été isolés de l’hémolymphe des invertébrés marins (Tincu & Taylor, 2004), de l’araignée de mer (Stensvag et al., 2008), de l’huître (Liu et al., 2008), des crevettes (Bartlett et al., 2002) et de l’oursin vert (Li et al., 2008). Par ailleurs, les peptides bioactifs marins anticoagulants ont été rarement rapportés; les plus connus ont été isolés à partir d’organismes marins tels que les étoiles de mer et la moule bleue (Jo et al., 2008). D’autre part, l’activité anti-cancer des peptides marins a été mise en évidence en raison de l’induction de l’apoptose et l’inhibition de la prolifération cellulaire. Ces peptides ont été isolés à partir du calmar (Aleman et al., 2011b), de la morue, de la plie, du saumon (Picot et al., 2006) et des crevettes (Kannan et al., 2011). D’un autre côté, des études récentes ont montré que les hydrolysats de protéines de poisson peuvent réduire le risque des MCV; ces hydrolysats ont été isolés à partir de la bogue (Benomar et al., 2015), la sardinelle (Lassoued et al., 2014) et le lieu de l’Alaska (Hosomi et al., 2012).

Régulation du statut redox

Un nouveau concept de stress oxydatif, ne se limite pas aux dommages des radicaux libres, mais à une perturbation de l’état redox cellulaire. Sur la base de nouvelles données sur les voies de signalisation redox, Jones, (2006) a redéfini le stress oxydatif comme « une perturbation dans la signalisation et le contrôle redox ». Il est aujourd’hui clair que le mécanisme d’action des antioxydants est plus complexe qu’une simple neutralisation ou inhibition des radicaux libres réactifs (Finley et al., 2011 ; Jones, 2006) (Fig. 2). Ces radicaux peuvent être nocifs pour la vie en fonction du type de radical produit, le niveau et le site de production. Cependant de faibles concentrations de ces espèces réactives sont indispensables pour assumer les fonctions physiologiques normales comme l’expression des gènes, la croissance cellulaire et la défense immunitaire. Le statut redox est donc finement régulé et sa perturbation provoque le stress oxydatif.

Certaines études ont indiqué également que les antioxydants peuvent entrainer des effets délétères sur la santé humaine selon leurs doses et leurs biodisponibilités (Lonn et al., 2005) (Fig. 3). Des études ont montré que les oxydants endogènes comme l’anion superoxyde, le peroxyde d’hydrogène et l’oxyde nitrique, peuvent agir dans des conditions physiologiques normales comme second messager et déclencher une cascade de réponses intracellulaires résultant de l’expression d’enzymes antioxydantes afin de contrôler l’état cellulaire (Forman et al., 2010 ; Linnane et al., 2007). Certaines voies de signalisation liées au statut redox ont été identifiées. En effet, deux facteurs de transcription associés au contrôle du statut, le facteur nucléaire E2 (Nrf-2) (Nuclear factor E2-related protein 2) et le facteur nucléaire kappa B (NF-kB) (Nuclear factor kappa B), ont été définis comme régulateurs du statut dans le cytosol et le noyau. Le Nrf-2 est un facteur de transcription redox, activé par un signal d’oxydation dans le cytoplasme qui provoque sa translocation et migre vers le noyau où il se lie à des régions ADN/ARN (des éléments de réponse antioxydante), entrainant ainsi l’expression des enzymes cytoprotectrices comme la glutathion-S-transférase, les superoxydes dismutase, l’hème oxygénase-1, le NADPH quinone-oxydase (Eggler et al., 2008).

Table des matières

INTRODUCTION
REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
I. Intérêt des protéines de poisson et de leurs hydrolysats
I. 1. Propriétés nutritionnelles et biologiques du poisson, des protéines de poisson et de leurs hydrolysats
I. 1. 1. Les lipides de poisson
I. 1. 2. Les protéines de poisson
I. 1. 3. Les hydrolysats de protéines de poisson
II. Statut oxydant/antioxydant
II. 1. Régulation du statut redox
II. 2. Effets délétères des ERO et des ERN: le stress oxydant
II. 2. 1. Peroxydation des lipides
II. 2. 2. Oxydation des protéines
II. 3. Marqueurs du stress oxydant
III. Conséquences de l’hypercholestérolémie sur le métabolisme des lipides et le statut oxydant/antioxydant
IV. Effets des protéines de poisson et de leurs hydrolysats sur le métabolisme des lipides
V. Mécanismes d’action des hydrolysats et des peptides de poisson hypolipidémiants
V. 1. Interaction avec les acides biliaires
V. 2. Altération de la solubilité micellaire du cholestérol
V. 3. Altération de l’activité des enzymes hépatiques et adipocytaires, de l’expression des gènes et du métabolisme des lipides
VI. Effets des protéines de poisson et de leurs hydrolysats sur le statut antioxydant
VII. Mécanismes d’action des hydrolysats et des peptides antioxydants marins en particulier ceux du poisson
VIII. Procédés de préparation des hydrolysats protéiques
VIII. 1. Hydrolyse enzymatique
VIII. 1. 1. Autolyse et fermentation
VIII. 1. 2. Hétérolyse
VIII. 2. Principe de l’hydrolyse
VIII. 3. La méthode de pH-stat et degré d’hydrolyse (DH
MATERIEL ET METHODES
I. Matériel biologique
I. 1. La sardine européenne
I. 2. La sardinelle ronde
I. 3. Extraction et purification des protéines de sardine et de sardinelle
I. 3. 1. Extraction des protéines de poisson
I. 3. 2. Délipidation de l’extrait protéique
I. 3. 3. Evaluation de degré de pureté des protéines
I. 4. Préparation des hydrolysats de protéines de poisson et estimation du degré d’hydrolyse
II. Animaux et traitements
III. Prélèvement du sang, des hématies et des différents organes
IV. Evaluation de la fonction hépatique par mesure des teneurs sériques en transaminases
V. Dosage de l’acide urique (AU
VI. Analyses des paramètres lipidiques et protéiques
VI. 1. Dosage des teneurs en protéines totales du sérum et des différents organes
VI. 2. Dosage des apolipoprotéines (apo) sérique (Apo A-I et Apo B
VI. 3. Détermination des lipides totaux du foie
VI. 4. Dosage des différents lipides du foie et du sérum
VI. 4. 1. Dosage du cholestérol total, libre et ester de cholestérol
Cholestérol total
Cholestérol libre
Esters de cholestérol
VI. 4. 2. Détermination des teneurs en triglycérides
VI. 4. 3. Détermination des teneurs en phospholipides
VII. Séparation des différentes fractions de lipoprotéines et dosage de leurs constituants
VII. 1. Séparation des lipoprotéines de faible et de haute densité
VII. 2. Analyse de la teneur et la composition en lipides et en apolipoprotéines des lipoprotéines
VIII. Détermination de l’activité lécithine: cholestérol acyltransférase (LCAT, EC 2. 3. 1. 43
IX. Mesure du statut Oxydant/Antioxydant
IX. 1. Peroxydation lipidique
IX. 1. 1. Dosage des substances réactives à l’acide thiobarbiturique
Au niveau sérique, lipoprotéique et érythrocytaire Au niveau tissulaire
IX. 1. 2. Les hydroperoxydes
IX. 2. Oxydation protéique
IX. 3. Monoxyde d’azote
IX. 4. Défense antioxydante
IX. 4. 1. Activité Paraoxonase
IX. 4. 2. Activité glutathion peroxydase
IX. 4. 3. Activité glutathion réductase
IX. 4. 4. Activité superoxydes dismutase
IX. 4. 5. Activité catalase
X. Dosage des hormones
X. 1. La leptine
X. 2. Insuline
XI. Analyse statistique
RESULTATS
I. Caractérisation des hydrolysats de protéines de poisson
II. Croissance pondérale, nourriture ingérée, rapport d’efficacité nutritionnelle et poids relatif des organes
II. 1. Croissance pondérale, nourriture ingérée et rapport d’efficacité nutritionnelle
II. 2. Poids relatif des organes
III. Activités alanine (ALAT) et aspartate (ASAT) aminotransférase
IV. Métabolisme lipidique
IV. 1. Teneurs en protéines totales et en lipides totaux du foie
IV. 2. Paramètres lipidiques et biochimiques
IV. 2. 1. Au niveau hépatique
IV. 2. 2. Au niveau sérique
IV. 2. 3. Acide urique, leptine et insuline
IV. 3. Teneurs et composition en apolipoprotéines et en lipides des différentes fractions de lipoprotéines
IV. 3. 1. Teneurs et composition en apolipoprotéines et en lipides des VLDL
IV. 3. 2. Teneurs et composition en apolipoprotéines et en lipides des LDL-HDL1
IV. 3. 3. Teneurs et composition en apolipoprotéines et en lipides des HDL2
IV. 3. 4. Teneurs et composition en apolipoprotéines et en lipides des HDL3
IV. 4. Répartition des triglycérides et du cholestérol total entre les différentes fractions de lipoprotéines
IV. 4. 1. Répartition des triglycérides entre les différentes fractions de lipoprotéines
IV. 4. 2. Répartition du cholestérol total entre les différentes fractions de lipoprotéines
IV. 5. Rapports d’athérogénicité
IV. 6. Activité lécithine: cholestérol acyltransférase (LCAT, EC 2. 3. 1. 43
V. Le statut Oxydant/Antioxydant
V. 1. La peroxydation lipidique
V. 1. 1. Les substances réactives à l’acide thiobarbiturique (TBARS
V. 1. 1. 1. Au niveau sérique, urinaire, érythrocytaire et des lipoprotéines
V. 1. 1. 2. Au niveau tissulaire
V. 1. 2. Les hydroperoxydes
V. 1. 2. 1. Au niveau sérique, érythrocytaire et des lipoprotéines
V. 1. 2. 2. Au niveau tissulaire
V. 2. Oxydation protéique : les dérivés carbonylés
V. 2. 1. Au niveau sérique et des lipoprotéines
V. 2. 2. Au niveau tissulaire
V. 3. Teneurs en monoxyde d’azote
V. 4. Systèmes antioxydants enzymatiques
V. 4. 1. Activité paraoxonase
V. 4. 2. Activité catalase érythrocytaire et tissulaire
V. 4. 3. Activité superoxydes dismutase érythrocytaire et tissulaire
V. 4. 4. Activité glutathion peroxydase érythrocytaire et tissulaire
V. 4. 5. Activité glutathion réductase érythrocytaire et tissulaire
DISCUSSION
CONCLUSION
REFFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXE

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