LES GLOSSINES ET LA LUTTE ANTIVECTORIELLE

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Ecologie des glossines

Reproduction et cycle de vie des glossines

Les glossines se distinguent par le fait qu’elles sont vivipares, c’est-à-dire qu’elles accouchent d’une larve et ne pondent pas des œufs comme beaucoup de mouches qui sont ovipares (LAUNOIS et al., 2004).
Elles s’accouplent précocement, en général avant la prise de leur premier repas de sang (environ 2 à 3 jours chez la femelle et 6 à 8 jours chez le mâle) (HOWELL, 1967 ; POLLOCK, 1982). Cet accouplement se produit, le plus fréquemment en captivité, à l’âge de 2 à 3 jours pour les femelles adultes et à partir du 7ème et 8ème jour pour les mâles. Les mâles peuvent effectuer jusqu’à 12 à 15 accouplements si ceux-ci sont espacés, mais le pouvoir fécondant dimunie à partir du 6ème et 7ème accouplement (TRONCY et al., 1981). Selon ITARD (1986 ; 2000), la femelle ne s’accouple qu’une fois ou un nombre limité de fois (0,7% de femelles acceptant un nouvel accouplement) en début de son existence. Selon cet auteur après la première ovulation, un phénomène physiologique empêche le sperme d’atteindre les spermathèques. Les spermatozoïdes émis au cours de l’accouplement ont une capacité de survie d’environ 200 jours. L’accouplement est généralement assez long et dure d’une demi-heure à 1 à 3 heures, temps nécessaire au mâle pour synthétiser le spermatophore.
Les glossines ont un cycle de vie long et complexe, qui comprend une phase larvaire intra-utérine longue (3 stades larvaires restant en position utérine et alimentés par une glande lactifère pendant environ 10 jours), une phase larvaire dans le milieu extérieur de seulement quelques heures suivie d’une pupaison rapide à 2 à 8 cm de profondeur dans le sol (ITARD et al., 2003). La durée de pupaison qui comprend la transformation en larve LIV puis la métamorphose en adulte, est très variable en fonction de la température (20 à 80 jours selon la saison et l’espèce). Elle est en moyenne de 30 j en élevage à 25°C. Cette durée est plus courte de 2 à 4 j chez la femelle (ITARD 1986, 2000 ; CUISANCE, 2001). Le rythme de reproduction d’une glossine est lent. La femelle ne donne naissance à une larve que tous les 10 jours. Celle-ci ne devient adulte qu’après une pupaison qui peut durer parfois plus d’un mois (figure 5). La durée du cycle biologique fait qu’une femelle n’engendre que six à huit descendants en une centaine de jours. Cette faible fécondité pour un insecte n’est pas un obstacle démographique car le taux de mortalité aux différents stades du développement reste faible. Le taux maximal d’accroissement des populations est de 2 % par jour, ce qui permet un dédoublement des effectifs tous les 35 jours dans des conditions optimales de développement. En cas de destruction quasi-totale d’une population, les peuplements se reconstituent à partir des survivants et des immigrants en un peu plus d’un an (LAUNOIS et al., 2004).

Alimentation des glossines

Anatomie de l’appareil digestif

L’appareil digestif des glossines est adapté à la consommation et à la digestion du sang qui constitue leur unique source de nourriture (ITARD, 1986). Le tube digestif comprend : le canal alimentaire, le pharynx, l’œsophage, le jabot, le proventricule, l’intestin antérieur, l’intestin postérieur, les tubes de Malpighi et le rectum. Les glandes annexes du tube digestif sont constituées principalement de deux glandes salivaires qui se situent dans l’abdomen et débouchent dans le canal alimentaire. L’appareil excréteur de la glossine est constitué par des tubes situés au dessus des intestins et qui sont appelés tubes de Malpighi. Ces tubes assurent essentiellement l’excrétion des déchets métaboliques après le repas.

Nutrition

Chez les glossines, les deux sexes sont hématophages. Les mâles prennent en moyenne, un repas de sang tous les quatre jours, avec une périodicité variable. Les femelles prennent en général trois (3) repas importants au cours de la gestation : l’un précède immédiatement la mue intra utérine entre les 2ème et 3ème stades larvaires; le deuxième est pris à un moment variable au cours de la gestation ; le troisième suit immédiatement la ponte de la larve (ITARD et CUISANCE, 2003). Le repas de sang est un élément indispensable à la vie d’une mouche tsé-tsé car tout son cycle biologique en dépend : la fécondité des adultes, l’activité ovarienne, le développement de la larve, l’achèvement de la croissance du jeune imago, le stockage des graisses pour les jours difficiles. Trouver un hôte nourricier est la première préoccupation d’une mouche ténérale, c’est-à-dire à téguments mous (LAUNOIS et al., 2004). Quelque soit le sexe, une mouche qui vient d’éclore ne prend son premier repas qu’entre 12 et 24h après l’éclosion. Ce premier repas est toujours plus petit que les suivants (ITARD et al., 2003). Habituellement, une mouche repère un animal hôte par son odorat, à une distance pouvant atteindre 100 mètres. Les animaux hôtes de plus grande taille ou en plus grand nombre attirent davantage la tsé-tsé que les animaux plus petits ou les sujets isolés. Quant elle flaire l’hôte, la mouche se place contre le vent, ce qui lui permet de se rapprocher de l’animal. Elle est alors capable de voir l’hôte (à 50 mètres ou plus). Après s’être posée sur son hôte (homme ou animal), la glossine abaisse son proboscis et l’enfonce dans le tissu cutané, les palpes maxillaires restant horizontaux. La peau est percée grâce aux mouvements alternatifs et rapides des labelles ce qui provoque des traumatismes intratissulaires aboutissant à la formation d’un microhématome dans lequel est injecté la salive qui sourd à l’extrémité de l’hypopharynx. Elle empêche la coagulation du sang et véhicule des métatrypanosomes si la mouche est infestée. La durée du repas est variable, mais généralement de l’ordre de 20 à 30 secondes. Glossina tachinoides absorbe en moyenne 7 mg (mâle) et 12 mg (femelle) de sang. Aussitôt après la fin du repas, la mouche élimine par l’anus, son excédent d’eau sous forme d’une grosse goutte claire qui peut contenir des trypanosomes à cycle antérograde ou postérograde. La digestion est ainsi accomplie entre 24 et 72h. Les résidus de la digestion sont évacués par l’anus sous forme d’une pâte semi-fluide de couleur brun sombre (ITARD et CUISANCE, 2003).

Répartition géographique et habitat des glossines

Si depuis 20 millions d’années, les glossines étaient présentes sur le continent nord-américain ou l’on a retrouvé dans les argiles schisteuses du Colorado quatre espèces fossiles Glossina oligocena, G. osborni, G. veterna et G. armatipes ; aujourd’hui toutes les espèces sont confinées à l’Afrique. En dehors de ce continent, les glossines n’ont été rencontrées que ponctuellement dans l’oasis de Gisan en Arabie Saoudite et dans l’ile du Zanzibar (LAUNOIS et al., 2004). Les différentes espèces de glossines sont exclusivement africaines (pas de glossines à Madagascar). La limite Nord de leur aire de répartition suit approximativement le 15° de latitude Nord. La limite Sud correspond à peu près au 20° de latitude Sud, mais s’infléchit le long de la côte orientale de l’Afrique, jusqu’au 30° de latitude Sud (TRONCY et al., 1981). Selon LAURE et al. (2005), les biotopes des glossines sont caractérisés par des paramètres relatifs à la végétation, l’hydrologie, la présence d’hôtes, lesquels paramètres sont influencés par les activités anthropiques. L’écoclimat normal correspond à celui des zones boisées situées dans les régions recevant plus de 1000 mm de pluies. Les glossines ne sont donc habituellement pas présentes dans les régions où la moyenne des pluies est inférieure à 600 mm ; elles peuvent, cependant, exister dans les parties septentrionales à pluviosité un peu inférieure, comme par exemple le long du réseau hydrographique au sud du lac Tchad. L’aire de distribution des glossines ne s’étend pas au-delà des limites où les températures sont ou trop basses ou trop élevées. Elles sont limitées dans leurs extensions par le déficit hygrométrique trop important au nord, le froid limite leur dispersion vers le Sud et dans les zones d’altitude. Les glossines n’habitent en effet que les régions ou les températures moyennes annuelles dépassent 20°C. L’optimum thermique est, pour la majorité des espèces, de 25°. A partir de 30-32°C, la mortalité devient très importante. S’il ne fait aucun doute que les facteurs climatiques tels que température, hygrométrie relative, taux d’évaporation ont un rôle majeur, la végétation, par le microclimat qu’elle crée, peut modérer l’impact de ces facteurs (NASH 1937, 1948 ; DAVIES 1967 ; CHALLIER 1973 ; MOREL 1978 ; TERRIBLE 1983 ; ROGERS et RANDOLPH 1991 ; ROGERS et RANDOLPH 1993 ; ROGERS et al. 1996). Dans chaque zone de végétation, les communautés végétales diffèrent en fonction des conditions climatiques, édaphiques, géomorphologiques et géologiques. Il en résulte une variété d’écosystèmes qui peuvent fournir des habitats ou les différents facteurs de l’environnement (température, humidité, écran aux radiations solaires, protection contre les vents, lumière, nourriture) restent à l’intérieur des limites extrêmes de tolérance au-delà desquelles une espèce donnée de glossine ne peut vivre (TRONCY et al., 1981). Les glossines sont donc étroitement liées à la végétation qui forme un écran aux radiations solaires et au vent, elle-même tributaire de la présence d’eau de surface ou souterraine. La nature et la densité de la canopée et du sous-bois influent sur la température, l’humidité, la luminosité, la facilité de vol, ainsi que sur la présence d’animaux domestiques et/ou sauvages sur lesquels s’alimentent les mouches tsé-tsé. Dans ces groupements végétaux, les glossines peuvent être présentes toute l’année ou au cours de certaines saisons seulement.
La végétation joue donc un rôle très important dans la répartition des différents groupes de glossines :
• Le groupe palpalis
Il regroupe 9 espèces de petite taille qui se rencontrent principalement dans les zones humides, en bordure de rivières ou de mares, dans les mangroves, au bord des dépressions salées, dans les galeries forestières et les bois sacrés. Les plantations de café, de cacao, de manguiers et de bananiers leur fournissent de nouveaux habitats. La limite septentrionale de l’aire de distribution de Glossina palpalis gambiensis suit de près l’isohyète des 1 000 mm du Mali au Togo. Dans la région de Dakar, au Sénégal, la glossine fréquente une zone à faible pluviosité et à degré hygrométrique élevé par suite des vents humides de la mer.
Au sud, l’aire de distribution est délimitée par une végétation plus épaisse où G. p. gambiensis est remplacée par G. p. palpalis, qui lui ressemble beaucoup (figure 6 et photo 1).
• Le groupe morsitans
Il comprend 7 espèces de taille moyenne colonisant de préférence les savanes boisées, les fourrés denses et à un degré moindre les forêts claires. Elles survivent aussi bien en brousse sèche qu’en foret humide. On trouve Glossina morsitans dans les régions de l’Afrique tropicale où la température annuelle moyenne se situe entre 19° et 28°C et où l’atmosphère n’est ni très humide ni très sèche (figure 6 et photo 1). Cette espèce-se divise en trois sous-espèces: Glossina morsitans submorsitans ; son aire de distribution forme une ceinture intermittente qui traverse l’Afrique, d’ouest en est, depuis la Gambie et le Sénégal, jusqu’à l’Ethiopie et l’Ouganda. Les conditions optimales de température pour cette espèce sont comprises entre 24° et 26°C.
Glossina morsitans morsitans ; cette tsé-tsé est très répandue en Afrique de l’Est, depuis le Mozambique au sud jusqu’en Tanzanie septentrionale au nord. Les meilleures conditions de température sont comprises entre 21,5° et 24°C.
Glossina morsitans centralis ; son aire de distribution s’étend sur l’Afrique Centrale, englobant certaines parties du Botswana, de l’Angola, du Zaïre, de la Zambie, du Rwanda, du Burundi, de l’Ouganda et de la Tanzanie. Etant donné que cette glossine est séparée de G.m. morsitans par un bassin versant relativement étroit, elle a probablement besoin des mêmes conditions climatiques que cette sous-espèce.
A la lisière de son aire de distribution, la population de glossines se concentre dans les parties les plus fraîches et les plus humides de son habitat afin d’échapper aux effets les plus nocifs de la saison chaude. Par conséquent, dans ces zones, la tsé-tsé peut se comporter en mouche ripicole pendant la saison chaude.
• Le groupe fusca
Il rassemble 15 espèces de grande taille qui vivent dans les forêts ombrophiles et mésophiles, les galeries forestières larges et denses et les mosaïques forêt-savane sans vocation pastorale.
L’aire de distribution de cette espèce recouvre principalement le Kenya et la Tanzanie septentrionale, mais elle occupe aussi quelques îlots dans le sud du Soudan, en Ethiopie méridionale et en Somalie.

METHODES GENETIQUE DE CARACTERISATION DES POPULATIONS

Structure de l’ADN

les nucléotides

L’ADN est un polymère contenant des chaînes de monomères appelés nucléotides. Chaque nucléotide contient un sucre, une base azotée et un groupement phosphaté. Le sucre est du 2’-désoxyribose, glucide à cinq carbones notés 1’ (prime), 2’ etc. Il y a quatre types de bases : l’adénine et la guanine qui ont deux hétérocycles de carbone et d’azote sont des bases puriques ; la thymine et la cytosine qui n’ont qu’un « anneau » sont des bases pyrimidiques. Les bases sont liées au désoxyribose par son carbone 1’. L’association d’un sucre et d’une base azotée est appelée nucléoside. Un nucléoside peut lier un, deux ou trois groupements phosphate au carbone 5’ de son sucre, pour former un nucléotide. On rencontre les nucléotides à l’état libre ou polymérisés sous forme d’ADN ou d’ARN.
L’ADN est donc une chaîne résultant de la polymérisation de nucléotides triphosphate porteurs des quatre types de bases. La polymérisation conduit à la perte de deux phosphates et les nucléotides sont liés par le biais du phosphate restant. Plus précisément, le phosphate en 5’ d’un nucléotide est attaché par une liaison phosphodiester au groupement hydroxyle en 3’ du nucléotide suivant. Le polynucléotide a donc un 5’-phosphate libre à une extrémité (son extrémité 5’) et un 3’-OH libre à l’autre extrémité (son extrémité 3’). C’est la séquence des bases (l’ordre de leur enchaînement) qui détermine l’information génétique codée. Elle peut être lue dans le sens 5’-3’ou 3’-5’. Les polynucléotides sont des polymères de très grande taille. On peut avoir, pour un n-mère nucléotide, 4n séquences différentes.

la double hélice

Les molécules d’ADN sont composées de deux brins polynucléotidiques enroulés l’un autour de l’autre pour former une double hélice (WATSON, 1978). La part glucide-phosphate de la molécule forme son squelette. Les bases sont tournées vers l’intérieur et sont empilées les unes au-dessus des autres. Les deux chaînes polynucléotidiques tournent dans des directions opposées. La double hélice a un sillon majeur qui intervient dans les interactions avec les protéines. On a pu identifier différents types de structures pour l’ADN, notamment l’ADN Z qui a une hélice sénestre. Des interactions hydrogènes entre bases azotées des deux brins stabilisent la double hélice. L’espace disponible entre les brins contraint les interactions entre bases : une base purique ne peut interagir qu’avec une base pyrimidique. C’est-à-dire qu’A ne peut interagir qu’avec T et G avec C. Ceci est appelé appariement des bases complémentaires. L’association AT et GC constitue la base de la loi de CHARGAFF qui stipule que, dans l’ADN d’une espèce donnée, le pourcentage d’adénine et de thynine est le même, ainsi que celui de la guanine et cytosine. La restriction sur l’appariement des bases signifie que les séquences des bases des deux brins sont liées : la séquence d’un brin détermine et permet de prédire la séquence du brin complémentaire. Cette propriété permet à l’information génétique d’être préservée lors de la réplication de l’ADN et l’expression des gènes. On peut séparer les deux brins formant la double hélice par action thermique ou chimique.

Fréquences alléliques, loi de Hardy-Weinberg et notion d’hétérozygotie

Le devenir de la variabilité génétique d’une population au cours des générations (la transmission des différents allèles et leurs fréquences) est au premier abord très difficile à prévoir. Outre la difficulté à identifier une population, c’est-à-dire les limites du groupe d’individus sur lequel calculer les fréquences alléliques, de très nombreux facteurs peuvent modifier la fréquence de ces allèles (mutations, migrations, différence de survie ou fécondité entre individus).
Une première étape pour contourner ces difficultés est d’aborder la transmission des caractères dans un cas simple, appelé population théorique idéale, qui se définit par des caractéristiques dont la principale est la panmixie.
Dans une population théorique idéale, les fréquences des allèles et des génotypes au cours des générations suivent une loi simple appelée loi de Hardy-Weinberg. Cette loi stipule que dans une population théorique idéale, les fréquences alléliques et les fréquences génotypiques restent stables de génération en génération (FALCONER, 1960). Les fréquences génotypiques sont déterminées à partir des fréquences alléliques par une relation simple qui correspond au développement du binôme (p+q) 2 dans le cas d’un locus à deux allèles A de fréquence p et a de fréquence q.
Le taux d’hétérozygotie d’un locus k permet de décrire le polymorphisme de ce locus. Le taux d’hétérozygotie observé (H0) du locus k a été déterminé à partir du rapport entre le nombre total d’animaux typés pour ce locus. Lorsque le nombre d’individus par population est faible, NEI (1978) propose d’utiliser un taux d’hétérozygotie théorique (Ht) appelé taux d’hétérozygotie non biaisé (Hn.b.). La population est dite en équilibre de Hardy-Weinberg si l’hétérozygotie observée est égale à celle attendue ou théorique.

Paramètres de caractérisation des populations : Fst et Fis

Dans la nature, les individus d’une même espèce se dispersent et se répartissent en plusieurs populations. Chacune des populations peut évoluer et acquérir une originalité génétique, caractérisée par des fréquences alléliques plus ou moins différentes de celles des populations voisines. On assiste à une diversification des populations, cependant, le plus souvent, elles continuent à échanger des individus par migration (pas d’isolement total). Ce flux migratoire tend à homogénéiser les populations (brassage génétique) et à limiter leur diversification.
Soit une espèce fractionnée en plusieurs populations, pouvant échanger des individus migrants. Soit m, le flux génétique d’une population j vers une population i. (taux d’individus se reproduisant, à chaque génération, dans la population i mais qui sont issus de la population j) Si m = 0 alors les populations sont isolées Si m = 0,5 : les 2 populations n’en forment qu’une, pancmitique
Si les populations sont très grandes, (peu de dérive génétique), toutes convergent vers la même fréquence allélique. (Moyenne des fréquences initiales de chaque population)
Le déficit en hétérozygotes est exprimé par WRIGHT (1951) par : FST = (HT- HS)/HT
HT : hétérozygotie attendue par individu, en supposant la population globale à l’équilibre de Hardy Weinberg.
HS : hétérozygotie attendue par individu pour une sous population supposée à l’équilibre de Hardy Weinberg.
HS la moyenne des HS sur les k sous-populations
Cet indice mesure la réduction relative des hétérozygotes liée aux différences alléliques entre populations. C’est un indice de diversification des populations. Si les populations sont identiques, Fst = 0.
Le FST de Wright (1951) (S pour Sous-population comparé au Total), encore appelé « indice de fixation » ou « mesure de l’effet Wahlund » doit être utilisé pour étudier des sous populations. Si on applique ce principe à une population unique, la baisse d’hétérozygotes peut être interprétée comme consanguinité, alors que cela est dû aux différences de fréquences alléliques. Le Fst est donc un indice de déviation par rapport aux proportions de Hardy Weinberg.
Sans la connaissance exacte de la structure de la population (souvent fractionnée en sous populations), il est impossible d’attribuer ce phénomène à un effet de consanguinité ou d’isolement génétique. Le FIS = (HS-HI)/HS, avec :
HI : hétérozygotie observée en moyenne par individu sur l’ensemble des sous populations.
Cet indice quant à lui, mesure la réduction éventuelle d’hétérozygotie des individus à l’intérieur de leurs sous populations.
Si les populations sont à l’équilibre de Hardy Weinberg, alors Fis = 0.
Si Fis est négatif les sous populations présentent un excès d’hétérozygotie.

Table des matières

LISTE DES PHOTOS
ANNEXES
A NOS MAITRES ET JUGES
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
CHAPITRE I : TRYPANOSOMOSES ET TRYPANOSOMES
I) LES TRYPANOSOMOSES
I-1) Importance économique des Trypanosomoses Animales Africaine (TAA) (ITARD et al., 2003)
I-1-1) Coûts directs
I-1-2) Coûts indirects
II) LES TRYPANOSOMES
II-1) Taxonomie
II-2) Cycle biologique
CHAPITRE II : LES GLOSSINES ET LA LUTTE ANTIVECTORIELLE
I) LES GLOSSINES
I-1) Taxonomie
I-2) Morphologie et écologie des glossines
I-2-1) Morphologie générale des glossines
I-2-2) Ecologie des glossines
I-2-2-1) Reproduction et cycle de vie des glossines
I-2-2-2) Alimentation des glossines
I-2-2-2-1) Anatomie de l’appareil digestif
I-2-2-2-2) Nutrition
I-3) Répartition géographique et habitat des glossines
II) LUTTE ANTIVECTORIELLE
II-1) La lutte chimique
II-2) La technique du lâcher de mâles stériles
CHAPITRE III : METHODES GENETIQUE DE CARACTERISATION DES POPULATIONS
I-1) Structure de l’ADN
I-1-1) les nucléotides
I-1-2) la double hélice
I-2) Fréquences alléliques, loi de Hardy-Weinberg et notion d’hétérozygotie
I-3) Paramètres de caractérisation des populations : Fst et Fis
I-4) Les marqueurs génétiques et leurs utilisations
I-4-1) Polymorphisme RFLP (Restriction Fragment Lenght Polymorphism) et PCR-RFPL
I-4-2) RAPD (Random Amplified Polymorphism DNA)
I-4-3) AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism)
I-4-4) Loci mitochondriaux et les isoenzymes
I-4-5) Séquences répétées en tandem ou minisatellites (VNTR) et les microsatellites
DEUXIEME PARTIE : EXPERIMENTATION
CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES
I) SITES DE TRAVAIL ET ECHANTILLONNAGE
I-1) Sites de travail et période
I-2) Echantillonnage
II) MATERIEL ET METHODES
II-1) Matériel
II-1-1) Analyses moléculaires
II-1-2) Analyses morphométriques
II-2) Méthodes
II-2-1) Techniques moléculaires
II-2-1-1) Les microsatellites utilisés
II-2-1-2) Extraction de l’ADN
II-2-1-3) La PCR
II-2-1-4) Dépôt sur LI-COR (migration)
II-2-2) Techniques morphométriques
III) ANALYSES STATISTIQUES
III-1) La morphométrie
III-2) La génétique
III-2-1) Estimation des fréquences alléliques
III-2-2) Taux d’hétérozygotie
III-2-3) Les F-Statistiques
CHAPITRE II : RESULTATS
I) FREQUENCES ALLELIQUES ET HETEROZYGOTIES
I-1) Fréquences alléliques
I-2) Taux d’hétérozygoties H
II) RESULTATS DE LA MORPHOMETRIE ET DE LA GENETIQUE
II-1) Résultats de la morphométrie
II-1-1) Comparaison des populations mâles
II-1-1-1) Comparaison de la population 1 (Bleni) aux quatre autres populations
II-1-1-2) Comparaison de la population de Samadeni à celles de Zamakologo, Minsin et Banzon rizière
II-1-1-3) Comparaison de la population de Zamakologo aux populations de Minsin et Banzon rizière
II-1-1-4) Comparaison de la population de Minsin et Banzon rizière
II-1-2) Comparaison des populations femelles
II-2) RESULTATS DE LA GENETIQUE DES POPULATIONS (FSTATISTIQUES).
CHAPITRE III : DISCUSSION
I) MORPHOMETRIE
II) LA GENETIQUE DES POPULATIONS
III : RECOMMANDATIONS
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES

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