Soutenance mémoire
Le paludisme reste l’un des principaux fléaux qui touche l’Afrique. Près de 130 ans après la découverte du parasite par Laveran, 100 ans après la découverte du cycle par Ross, le paludisme continue de tuer près d’un millions de personnes par an en Afrique (Rapport OMS 2009). L’impossibilité de supprimer le paludisme dans la plupart des zones d’endémie, particulièrement en Afrique, tient à de très nombreux facteurs, entre autres à la résistance des Plasmodium aux antipaludéens, à la résistance des vecteurs aux insecticides et aux systèmes de santé défaillants dans de nombreux pays du Sud. Le contrôle du paludisme uniquement par les vecteurs n’a permis de supprimer la maladie qu’en de très rares régions africaines, toutes en zone de paludisme instable. Les principales raisons, en plus de la résistance des vecteurs aux insecticides, sont l’impossibilité de maintenir la lutte anti-vectorielle sur de longues périodes et le fait qu’une réduction des vecteurs n’est pas toujours suivie, à moyen terme, d’une réduction sensible de la maladie. En attendant un vaccin, la recherche pour le contrôle de la maladie passe par une approche intégrée, incluantla lutte anti-vectorielle. Pour que cette lutte anti-vectorielle soit efficace, il convient de bien la cibler sur les « bons » vecteurs.
Presque partout en Afrique, la transmission est très hétérogène et les travaux un peu partout ont montré la complexité du système. Souvent plusieurs vecteurs interviennent dans une même zone. Certains de ces vecteurs sont des complexes d’espèces, dont les différents membres ont des capacités et des compétences vectorielles très variables. Dans ce mémoire, nous allons étudier la dynamique de la transmission des vecteurs du paludisme présents à Dielmo. Pour cela nous avons réalisé des captures de moustiques sur homme et grâce à la biologie moléculaire, les différentes espèces impliquées dans cette dynamique ont pu être identifiées. L’analyse de certains paramètres entomologiques nous permettra de déterminer le rôle de chacune de ces espèces dans la transmission du paludisme.
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Généralités sur les vecteurs
Un vecteur n’est pas une simple seringue récupérant un agent pathogène chez un vertébré pour l’injecter à un autre. C’est un point de passage obligatoire pour la diffusion de l’agent pathogène qui va soit « simplement » s’y multiplier (virus) ou y assurer une partie de son cycle (parasites). Les moustiques constituent la plus grande famille de vecteurs d’agents pathogènes du paludisme. Les moustiques ont une vie aquatique au stade larvaire puis aérienne au stade adulte .
Pour réaliser leur cycle de transmission, les Plasmodium doivent être transmis d’un homme porteur à un autre homme après le déroulement du cycle sporogonique chez des moustiques femelles du genre Anopheles. Cependant, toutes les espèces du genre Anopheles ne transmettent pas le Plasmodium : sur 400 espèces environ, une soixantaine est vectrice et vingt d’entre elles sont responsables de l’essentiel de la transmission (8). Le rôle de vecteur d’une espèce ou d’une population de moustiques dépend d’une part de la compatibilité génétique entre le vecteur et le parasite (compétence vectorielle) et d’autre part des caractéristiques biologiques de la population anophélienne (capacité vectorielle). La transmission des Plasmodium et la biologie des principaux vecteurs en Afrique sont connues dans leurs grandes lignes depuis plus de 50 ans (25). La description puis l’identification des espèces vectrices se faisait alors sur des critères morphologiques. Les sous-divisions intitulées sous espèces, formes, races, variétés, etc. étaient signalées sur la base de critères géographiques, comportementaux, de niveau de transmission palustre ou de petites différences morphologiques à un stade de développement donné de l’anophèle. Dès le début du vingtième siècle on s’est aperçu que ce que l’on classait dans une seule espèce, sur des critères morphologiques, pouvait regrouper plusieurs taxons, isolés génétiquement. C’est ce qu’on appelle un complexe d’espèces jumelles. Chez les anophèles les deux exemples les plus connus sont le complexe Anopheles gambiae et le groupe Anopheles funestus (26).
Le complexe Anopheles gambiae
Anopheles gambiae est un complexe de sept espèces: An. gambiae s.s. et An. arabiensis, deux des vecteurs majeurs de Plasmodium en Afrique, ainsi que An. melas, An. merus, An. bwambae, An. quadriannulatus A et An. quadriannulatus B.
An. melas, An. merus, An. bwambae, An. quadriannulatus et An. quadriannulatus B, ont un rôle nul ou faible dans l’épidémiologie de la transmission du paludisme. Leur distribution est localisée. En revanche An. gambiae et An. arabiensis ont une aire de répartition extrêmement vaste sur tout le continent Africain, An. gambiae étant plutôt adapté aux zones de forêt et de savane humide alors qu’An. arabiensis peuple les environnements plus secs jusqu’en bordure du Sahara (4). La zone de recouvrement de ces deux espèces est cependant très importante et on les trouve souvent en sympatrie. De plus, elles apparaissent extrêmementbien adaptées à l’homme et son environnement, d’une part en termes de préférences trophiques, puisqu’elles présentent toutes les deux un très fort taux d’anthropophilie; d’autre part, c’est auprès de l’homme qu’elles trouvent les gîtes larvaires (5, 20) qui sont des collections d’eau stagnantes, temporaires, peu profondes, ensoleillées et faiblement chargées en matières organiques .
Le démantèlement de ce complexe d’espèces s’est fait initialement par l’étude des croisements entre populations-espèces à biologie et/ou répartition différente, la plupart des croisements donnant des mâles F1 stériles (22, 36). Puis l’étude du polymorphisme des chromosomes polytènes par la technique cytogénétique a révélé l’existence d’inversions chromosomiques diagnostiques, permettant de caractériser les différents membres du complexe (6). On dispose aujourd’hui d’un test PCR (Polymerase Chain Reaction) spécifique d’espèce, basé sur le polymorphisme observé au niveau des ADN ribosomaux (rDNA). Cet outil moléculaire permet d’identifier rapidement les spécimens collectés sur le terrain à n’importe quel stade de leur développement (31). Le potentiel adaptatif d’An. gambiae s.s. à des environnements très différents est en grande partie lié à la présence d’inversions chromosomiques polymorphes observées notamment sur le chromosome 2. Cinq « formes chromosomiques », ont ainsi été définies en Afrique de l’Ouest: les formes Forêt, Savane, Bamako, Bissau et Mopti (7, 33) qui se répartissent principalement en fonction du degré d’aridité du milieu. Ainsi, la forme Forêt, caractérisée par l’arrangement standard (pas d’inversion) sur les deux bras du chromosome 2, peuple les environnements de forêt et de savane les plus humides, les formes Savane ou Mopti se retrouvant quant à elles dans des environnements plus secs, voire très arides. Depuis la fin des années 90, plusieurs équipes de recherche ont appliqué une approche moléculaire à cette problématique de spéciation chez An. gambiae. Ainsi l’étude des fragments intergéniques des rDNA, a permis de définir des sites RFLP différenciant Mopti d’une part et Savane-Bamako d’autre part. Il a alors été possible de synthétiser des amorces pour une PCR spécifique permettant de révéler deux profils différents qu’on a appelés M et S (15, 16). Si au Mali, au Burkina-Faso et en Côte d’Ivoire tous les spécimens Mopti appartiennent à la forme M alors que Savane et Bamako présentent toujours le profil S, ce n’est pas le cas dans les autres régions d’Afrique. Cependant quelles que soient les régions d’Afrique, il a été clairement démontré que les flux de gènes entre la forme M et la forme S sont très réduits, démontrant un phénomène de spéciation en cours .
Le groupe Anopheles funestus
On sait depuis les années 1930 que ce groupe se compose de plusieurs espèces proches qui ne peuvent être différenciées que par de très discrets caractères sur les larves. Le développement pré-imaginal est relativement long (20 à 30 jours) et se fait dans des gîtes d’eau profonde et claire, ombragés à caractère plus ou moins permanent avec une végétation émergente ou flottante, à faible salinité et peu riche en matières organiques .
Ce sont généralement les marécages herbeux, les rizières enherbées, les bords des lacs, des ruisseaux et des rivières (1, 21) et exceptionnellement dans les réserves d’eau à usage domestique. La densité de la population imaginale varie avec la pluviosité, avec un certain retard par rapport à An.gambiae s.l .Ce retard est dû à deux facteurs : d’une part, la création des gîtes d’eaux profondes et d’autre part le développement pré-imaginal relativement long (20). Dans le sahel, il a considérablement régressé, de plus de 100km vers le sud, au Sénégal et au Niger . Au Sénégal, naguère présent dans l’ensemble du pays An.funestus a disparu de nombreuses localités en raison du déficit pluviométrique enregistré au cours des années 1980 (18, 35, 24). Dans les zones de coexistence avec An.gambiae s.l ; l’apparition tardive d’An.funestus lui permet d’assurer la continuité de la transmission (34). Depuis quelques années on constate une réapparition d’An.funestus sur tout le long de la vallée du fleuve Sénégal (24). Tout comme An.gambiae s.l, An.funestus préfère piquer l’homme mais on observe parfois une déviation trophique en faveur du bétail, lorsque celui-ci est accessible en quantité .
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. Généralités sur les vecteurs
I.1.1. le complexe Anopheles gambiae
I.1.2. le groupe Anopheles funestus
I.2. Génétique des populations
I.2.1 Model de Hardy Weinberg
I.2.2 Les insectes, model d’étude en génétique des populations
I.2.3. Inversions chromosomiques, adaptation à l’environnement et spéciation
CHAPITRE II : MATERIELS ET METHODES
II.1. Site d’étude
II.2. Méthode d’échantillonnage
II.2.1. Identification des Moustiques
II.2.2. Dépistage des Moustiques infectés par ELISA –CSP
II.2.2.1. Principe
II.2.2.2. Mode opératoire
II.2.3. Identification des membres du complexe Anopheles gambiae par PCR
II.2.3.1. Principe
II.3.2. Mode opératoire
CHAPITRE III. RESULTATS ET DISCUSSION
III.1. Résultats globaux
III.2. Résultats de la PCR
III.3. Cycle d’agressivité
III.4. Densité et Dynamique de transmission
III.4.1. Densités anophéliennes moyennes
III.4.2. Dynamique de transmission
III.5. Le taux d’infestation
III.6. Model de Hardy Weinberg
III.7. DISCUSSION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
