Les différents types de solvant

Effets du solvant sur la fluorescence

Les différents types de solvant

Il existe deux grandes classes de solvant (solvant aprotique et protique), pour lesquelles nous avons deux paramètres (ε et µ) très importants permettant de déterminer leurs propriétés en fluorimétrie. Les solvants aprotiques sont séparés en deux catégories: les solvants aprotiques apolaires (ε et µ faibles) et aprotiques polaires (ε et µ élevés). Dans ces solvants tous les hydrogènes sont liés à des atomes de carbone alors que dans les solvants protiques, certains atomes d’hydrogènes sont liés à un hétéroatome tel que O, N, S, etc. Les solvants protiques sont capables de former des liaisons hydrogène ou de protonner les anions car, ils sont très ionisants.

Dans un solvant, qu’il soit protique ou aprotique un fluorophore est considéré comme un dipôle de moment dipolaire μi se trouvant dans un milieu continu isotrope d’indice de réfraction n et de constante diélectrique ε. La cavité contenant le fluorophore peut être sphérique de rayon a ou ellipsoïdale suite aux interactions avec les molécules du solvant [1]. Ces interactions se traduisent par un déplacement de la bande d’émission en fonction du solvant (effet solvatochromique) ou par une exaltation ou inhibition de l’intensité du signal (effet hyperchromique ou hypochromique).

Effet solvatochromique d’un solvant

La polarité du solvant affecte profondément le spectre d’émission d’un analyte fluorophore polaire avec pour conséquence immédiate un déplacement vers les plus grandes longueurs d’onde (faibles énergies) des bandes d’émission et/ou d’excitation. Cette baisse d’énergie constatée résulte d’une variété de processus dynamique ayant lieu après l’absorption. Le fluorophore excité a généralement un moment dipolaire plus grand (μE) que dans son état fondamental (μG). Après excitation du fluorophore, le solvant réoriente le moment dipolaire μ de ses molécules autour du moment dipolaire du fluorophore excité μE, engendrant ainsi un abaissement de l’énergie de celui ci. Ceci conduit à l’émission de photon de grandes longueurs d’ondes, c’est à dire de faible énergie [1]. Le processus de déplacement des maximums des bandes d’émission et d’excitation en fonction du solvant, est un problème complexe car, en plus de l’effet général du solvant (décrit à l’aide de l’équation de Lippert), il y a les effets spécifiques liés aux propriétés intrinsèques du fluorophore et de l’environnement (liaisons hydrogène, transfert d’énergie, etc.) [1]. Dans la théorie générale de l’effet du solvant décrit par Lippert, l’effet solvatochromique d’un solvant dépend du moment dipolaire µ du soluté, de la constante diélectrique ε du solvant qui caractérise le déplacement électronique au sein des molécules du solvant et l’orientation du moment dipolaire des ces dernières dans la même direction que celui du fluorophore excité et de l’indice de réfraction n du milieu En schématisant le processus de l’excitation et de l’émission d’un fluorophore dans un solvant donné (Fig. I.8), il est possible d’établir la formule de Lippert donnant une relation entre le déplacement de stokes et les propriétés du solvant (ε, n) et du fluorophore .

Effet hyperchrome et hypochrome du solvant 

La désactivation radiative par fluorescence résulte d’un couplage entre la molécule fluorophore excitée et l’onde électromagnétique émise (radiation lumineuse). Les caractéristiques de cette onde sont fonction du fluorophore mais aussi des propriétés optiques de son environnement (solvant) ; ce qui fait que la durée de vie et le rendement quantique dans un solvant sont différents de ceux dans le vide qui dépendent des seules propriétés intrinsèques du fluorophore. Les effets d’exaltation et d’inhibition du signal de fluorescence par le solvant, bien que longtemps abordée par des chercheurs est encore mal connue. La première formule théorique relatant cet effet est publié par Perrin en 1926. Cette formule lie l’indice de réfraction (n) du milieu à la constante de désactivation radiative du fluorophore excité [1,38].

Effet des micelles sur la fluorescence

Molécule tensioactive

Une molécule tensioactive ou amphiphile est une molécule constituée d’une tête polaire hydrophile et d’une queue apolaire hydrophobe. Dans un milieu aqueux (polaire), elle oriente sa tête polaire en contact des molécules d’eau et sa queue hydrophobe flottant dans l’air ou dans une solution non polaire. La présence de ces molécules à cette surface, perturbe l’énergie surfacique, avec pour conséquence un abaissement de la tension de surface c’est pourquoi on les appelle molécules surfaces actives ou surfactants.

Lorsque la concentration de molécules tensioactives devient importante, il y a formation d’agrégat aboutissant à une autre organisation appelée micelle. L’association de ces molécules tensioactives en agrégat de micelle est favorisée entre autres, par l’action combinée de trois facteurs:
• Les interactions répulsives hydrophobes entre les queues non polaires des monomères et l’environnement aqueux;
• Les répulsions entre les têtes ioniques;
• Les attractions de Van Der Walls entre les chaînes alkyles.

Structure des micelles

Dans les solvants polaires tel que l’eau il se forme des micelles directes; les têtes polaires des molécules tensioactives sont orientées vers l’extérieur en contact des molécules du solvant alors que les queues hydrophobes forment une cavité capable ainsi de solubiliser de nombreux solutés hydrophobes. Dans les solvants apolaires tels que les huiles nous avons des micelles inverses : les queues hydrophobes sont orientées à l’extérieur en contact des molécules du solvant alors que les têtes polaires forment une cavité hydrophile, apte à solubiliser des solutés hydrophiles. Dans les deux cas, les micelles formées sont soit de formes sphériques ou ellipsoïdales .

La concentration micellaire critique (cmc)
La concentration micellaire critique est la concentration minimale de monomères tensioactifs nécessaire pour produire une micellisation pour laquelle la tension de surface reste constante.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
I. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
I.A. PRINCIPE DE LA METHODE DE LA FLUORESCENCE
I.A.1. LA SPECTROSCOPIE DE FLUORESCENCE
I.A.1.1. Excitation et émission de fluorescence
I.A.1.2. Facteurs affectant le signal de fluorescence
I.A.1.3. Description quantique d’un fluorophore
I.A.1.4. Analyse quantitative
I.A.1.5. Choix de la méthode fluorimétrique
I.A.2. LA METHODE DE DERIVATISATION
I.A.2.1. La Fluorescamine
I.A.2.2. L’OPA et le NDA
I.A.2.3. Le chlorure de Dansyl et autres chlorures
I.A.2.4. Les dérivés NBD
I.A.3. EFFETS DU SOLVANT SUR LA FLUORESCENCE
I.A.3.1. Les différents types de solvant
I.A.3.2. Effet solvatochromique d’un solvant
I.A.3.3. Effet hyperchrome et hypochrome du solvant
I.A.4. EFFET DES MICELLES SUR LA FLUORESCENCE
I.A.4.1. Molécule tensioactive
I.A.4.2. Structure des micelles
I.A.4.3. La concentration micellaire critique (cmc)
I.A.4.4. Effets micellaires
I.B. PRODUCTION ET MODE D’ACTION D’HISTAMINE
I.B.1. PRODUCTION DE L’HISTAMINE
I.B.2. MODE D’ACTION DE L’HISTAMINE
I.B.3. LES METHODES DE DOSAGE DE L’HISTAMINE
I.B.3.1. Méthodes de dosage indirectes
I.B.3.2. Les méthodes de dosage direct
II. TECHNIQUES EXPERIMENTALES
II.A. PRODUITS UTILISES
II.A.1. LES SOLVANTS
II.A.1.1. Solvant polaire protique
II.A.1.2. Solvant aprotique
II.A.2. LES REACTIFS ANALYTIQUES
II.A.3. LES REACTIFS D’EXTRACTION
II.A.4. LES SURFACTANTS
II.A.4.1. Propriétés des surfactants
II.B. INSTRUMENTATION
II.B.1. SPECTRE UV-VISIBLE
II.B.2. SPECTRE DE FLUORESCENCE
II.B.3. SPECTRE INFRA ROUGE (IR)
II.B.4. SPECTRE DE MASSE
II.B.5. EXTRACTION DE L’HISTAMINE
II.B.6. TRAITEMENT DES RESULTATS
II.C. PROCEDURE EXPERIMENTALE
II.C.1. PREPARATION DES SOLUTIONS
II.C.2. METHODES DE MESURE
II.C.3. PROCEDURES D’EXTRACTION DE L’HISTAMINE
III. RESULTATS ET DISCUSSIONS
CHAPITRE III.A. LE DERIVE HISTAMINE-FLUORESCAMINE
III.A.1. REACTION DE CONDENSATION
III.A.2. FACTEURS AFFECTANT LA REACTION DE CONDENSATION
III.A.2.1. Le milieu aqueux
III.A.2.2. Ordre d’ajout des réactifs
III.A.2.3. La concentration de la fluorescamine
III.A.2.3.1. Stœchiométrie du complexe histamine-fluorescamine
III.A.2.3.2. Optimisation de la concentration de la fluorescamine
III.A.3. ETUDE SPECTROSCOPIQUE DU COMPLEXE HISTAMINE-FLUORESCAMINE
III.A.3.1. Spectroscopie d’absorption uv-vis
III.A.3.1.1. Absorption uv-vis de l’histamine
III.A.3.1.2. Absorption uv-vis de la fluorescamine
III.A.3.1.3. Absorption uv-vis du complexe histamine-fluorescamine
III.A.3.2. Spectroscopie de fluorescence
III.A.3.3. Diagramme énergétique du dérivé fluorophore
III.A.3.4. Spectroscopie infra Rouge (IR)
III.A.3.4.1. Spectres IR de l’histamine
III.A.3.4.2. Spectres IR de la fluorescamine
III.A.3.4.3. Le spectre IR du dérivé fluorophore
III.A.3.5. Chromatographie en phase gazeuse
III.A.3.6. spectrométrie de masse
III.A.3.6.1. Spectre de masse du pic à 1,56 min
III.A.3.6.2. Spectre de masse du pic à 2.125 min
III.A.3.6.3. Spectre de masse du pic à 3,358 min
CHAPITRE III.B. EFFETS DE SOLVANT
III.B.1. EFFET DE SOLVANTS SUR LES SPECTRES D’EXCITATION ET D’EMISSION
III.B.2. EFFET SOLVATOCHROMIQUE ET HYPERCHROMIQUE
III.B.2.1. Effet solvatochromique
III.B.2.2. Effet hyper ou hypochromique
III.B.2.2.1. Effet de l’indice de réfraction
III.B.2.2.2. Effet de la constante diélectrique ε sur la fluorescence
III.B.2.2.3. Effet du moment dipolaire sur la fluorescence
III.B.3. INTERACTION SOLVANT-SENSIBILISATEUR
III.B.4. EFFET DE L’IRRADIATION DE LA LAMPE EN XENON
III.B.5. CALIBRATION POUR LE DOSAGE DE L’HISTAMINE
III.B.5.1. Calibration dans l’eau
III.B.5.2. Calibration dans l’acétonitrile
III.B.5.3. Calibration dans l’éthanol
III.B.6. ANALYSE D’ECHANTILLONS REELS
III.B.6.1. Solvant eau
III.B.6.2. Solvant acétonitrile
III.B.6.3. Solvant éthanol
III.B.7. PERFORMANCE ANALYTIQUE
CHAPITRE III.C. DOSAGE EN SOLUTIONS TENSIOACTIVES
III.C.1. DOSAGE EN SOLUTION MICELLAIRE AQUEUSE
III.C.1.1. Effet du solvant micellaire sur les spectres
III.C.1.2. Optimisation des conditions opératoires
III.C.1.2.1. Optimisation du pH en solution micellaire aqueuse
III.C.1.2.2. La stabilité du complexe (Etude cinétique) faible
III.C.1.2.3. Effet de la concentration micellaire
III.C.1.2.3.1. Effet de la variation de la concentration de Brij-700
III.C.1.2.3.2. Effet de la concentration de SDS
III.C.1.2.3.3. Effet de la concentration de CTAC
III.C.1.2.4. Effet de la concentration de NaCl
III.C.1.3. Courbes de calibration
III.C.1.3.1. Calibration dans l’eau
III.C.1.3.2. Calibration dans le BRIJ-700
III.C.1.3.3. Calibration dans le SDS
III.C.1.3.4. Calibration dans le CTAC
III.C.1.4. Application analytique
III.C.1.4.1. Dosage d’échantillons réels de poissons
III.C.1.4.2. Performance Analytique
III.C.2. LES TENSIOACTIFS EN MILIEU ORGANIQUE
III.C.2.1. Fluorescence en milieux tensioactifs
III.C.2.1.1. Préparation de l’échantillon
III.C.2.1.2. Effet de solvant sur les spectres
III.C.2.2. Optimisation de la concentration de CTAC
III.C.2.3. Effet de NaOH et HCl
III.C.2.4. Etude Cinétique
III.C.2.5. Calibration en solution tensioactive
CHAPITRE III.D. AVANTAGES ET INCONVENIENTS DE NOTRE METHODE
III.D.1. ETUDE COMPARATIVE
III.D.1.1. Sensibilité et stabilité comparative
III.D.1.2. Effet du pH en milieu binaire eau-méthanol
III.D.1.3. Comparaison de nos résultats avec les autres méthodes
CONCLUSION GENERALE

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