Les différents types d’articulation

Les différents types d’articulation

   Une articulation est une zone de jonction entre deux extrémités osseuses. Il existe trois principaux types d’articulation, qui se distinguent par leur structure et leur degré de mobilité (Figure 1). Les articulations fibreuses (synarthroses) sont des articulations fixes dont les surfaces osseuses sont unies par du tissu conjonctif. Les articulations cartilagineuses (amphiarthroses) sont des articulations semi-mobiles grâce à la présence d’une couche de cartilage et de ligaments périphériques. Les articulations synoviales (diarthroses) se différencient des deux autres types d’articulation par une grande mobilité et par la présence d’une cavité articulaire délimitée par un tissu conjonctif, la capsule articulaire, dont la face interne est la membrane synoviale. Les surfaces articulaires des articulations synoviales sont recouvertes de cartilage, comme pour les articulations cartilagineuses. Les articulations synoviales constituent la majorité des articulations des membres. Les articulations synoviales peuvent être classées en 6 catégories différentes selon la morphologie des surfaces articulaires et leurs possibilités de mouvements : articulation sphéroïde (énarthrose), articulation ellipsoïde (condylienne), articulation en selle (par emboîtement réciproque), articulation trochléenne (ginglyme), articulation trochoïde (à pivot) et articulation plane (arthrodie) (Figure 2).

Formation et évolution des somites

   Chez l’homme, lors de la 2ème semaine du développement embryonnaire, le disque embryonnaire est constitué de deux feuillets, l’épiblaste et l’hypoblaste, et devient tridermique pendant la 3ème semaine de développement, avec la mise en place du mésoblaste intraembryonnaire qui sera à l’origine de l’ensemble des éléments constitutifs du squelette. Le mésoblaste intra-embryonnaire se différencie au 18ème jour de développement en trois structures, le long de l’axe longitudinal de l’embryon : le mésoblaste para-axial, intermédiaire et latéral. Les cellules du mésoblaste para-axial vont se condenser et se segmenter pour former des somites, à l’origine de l’organisation segmentaire de l’embryon. Ces organes embryonnaires transitoires sont des amas de cellules mésoblastiques qui se répartissent de façon symétrique de chaque côté de la chorde dorsale. Ce phénomène de métamérisation se poursuit au cours de la 4ème semaine de développement. Chaque somite va ensuite s’individualiser et se différencier pour former 3 régions : le dermatome, à l’origine du derme et de l’hypoderme ; le myotome, à l’origine des muscles ; et le sclérotome, à l’origine du squelette axial (Figure 4).

Développement des membres supérieurs et inférieurs

   Le développement des membres s’effectue de la 4ème semaine jusqu’à la 8ème semaine de développement. Les membres apparaissent sous forme de bourgeons, dans la région cervicodorsale pour les membres supérieurs et dans la région lombo-sacrée pour les membres inférieurs. Chaque bourgeon est constitué d’un massif cellulaire provenant du mésoblaste latéral recouvert d’une crête ectodermique apicale. A la fin de la 5ème semaine, la partie proximale du bourgeon se développe, s’aplatit et forme la palette (la future main ou le futur pied). Certaines cellules mésoblastiques se différencient en myoblastes pour former les futurs muscles extenseurs et fléchisseurs, alors qu’au centre des membres se condensent des éléments mésenchymateux qui se différencient en chondroblastes à l’origine des ébauches cartilagineuses des os. Par un mécanisme d’apoptose, des sillons se creusent au niveau de la palette pour individualiser les doigts et les orteils. Vers la 7ème semaine de développement, des zones mésenchymateuses se mettent en place, à l’origine des futures cavités articulaires. Au cours de la 8ème semaine de développement, les membres présentent 3 segments (proximal, moyen et distal) qui en fléchissant entraînent la formation des coudes et des genoux, accompagné par une rotation de 90° vers l’extérieur pour les membres supérieurs et vers l’intérieur pour les membres inférieurs. L’ossification primaire se terminera à la 12ème semaine de développement (Figure 6).

La zone de réserve ou de repos

   Les cellules souches mésenchymateuses de la zone de réserve sont sphériques et dispersées aléatoirement dans la matrice extracellulaire. Elles expriment des protéines matricielles comme le collagène de type II (Col2a1(IIa)), des facteurs de transcription comme Sox9, des molécules d’adhérence comme N-cadhérine (Ncad), N-cam (Ncam1) et Tenascin (Tnc) qui permettent l’initialisation de la chondrogenèse (Zuscik et al. 2008). Cette zone assure plusieurs fonctions dans la plaque de croissance et contribue de manière importante à l’ossification endochondrale : tout d’abord elle sert de lieu de stockage pour les cellules souches mésenchymateuses capables de générer des nouveaux clones de chondrocytes de la zone proliférative. De plus, elle oriente et dirige l’alignement des chondrocytes prolifératifs le long de l’axe de l’os, en favorisant la production de Indian hedgehog (Ihh), un morphogène. Enfin, elle régulerait négativement la différenciation terminale des chondrocytes en produisant des facteurs inhibant l’hypertrophie des chondrocytes, comme la Parathyroid hormone-related protein (PTHrP) et contribuerait de cette manière à l’organisation stratifiée de la plaque de croissance (Abad et al. 2002).

Le cartilage articulaire

   On distingue trois types de cartilage : hyalin, fibreux et élastique. Le cartilage articulaire est un cartilage hyalin, un tissu conjonctif hautement spécialisé d’aspect blanc, translucide, lisse et brillant. Ce tissu recouvre les extrémités osseuses des articulations et permet, par ses propriétés de résistance aux forces de compression et d’élasticité, le glissement des surfaces osseuses entre elles, en limitant les frictions et en distribuant les contraintes mécaniques qui s’exercent sur l’articulation. Dans l’articulation du genou, on retrouve également du cartilage fibreux au niveau des ménisques. L’épaisseur du cartilage varie en fonction des articulations, mais également selon l’intensité des contraintes mécaniques exercées sur les différentes zones de l’articulation (Shepherd et Seedhom 1999). Les lois de Sappey (pression) et de Rouvière (surface) indiquent que « l’épaisseur du cartilage articulaire est proportionnelle à la pression subie par unité de surface et elle est, pour une même pression, en raison inverse de l’étendue des surfaces qui la supporte ». Le cartilage le plus épais est celui de l’articulation fémoro-patellaire (avec une épaisseur de l’ordre de 6-7 mm) puis celui de l’articulation fémoro-tibiale (de l’ordre de 5-6 mm) tandis que l’articulation coxo-fémorale a un cartilage plus fin (de l’ordre de 2-4 mm) (Chevalier 1998). Le cartilage est un tissu atypique puisqu’il n’est ni vascularisé, ni innervé et qu’il n’est composé que d’un seul type cellulaire, le chondrocyte, et d’une matrice extracellulaire riche en eau et en macromolécules. Cette matrice représente 95% du volume du cartilage et est synthétisée par les chondrocytes (Figure 11) (Aigner et al. 2006).Sa nutrition est assurée par le liquide synovial qui fournit les nutriments par imbibition et diffusion mais également par la moelle et les vaisseaux de l’os sous-chondral, notamment pour les zones les plus éloignées de la cavité articulaire et du liquide synovial (Bashir et al. 1997; Malinin et Ouellette 2000; Yuze Wang et al. 2013).

Table des matières

PARTIE I – L’ARTICULATION SYNOVIALE
1. LES DIFFERENTS TYPES D’ARTICULATION
2. STRUCTURE ET FONCTION DE L’ARTICULATION SYNOVIALE DU GENOU 
3. DEVELOPPEMENT DE L’ARTICULATION
3.1. Embryologie du système squelettique
3.1.1. Formation et évolution des somites
3.1.2. Formation du squelette axial
3.1.3. Développement des membres supérieurs et inférieurs
3.1.4. Formation des articulations synoviales
3.2. Les processus d’ossification
3.2.1. Ossification intramembraneuse
3.2.2. Ossification endochondrale
a. Elaboration de la maquette cartilagineuse intermédiaire
b. La plaque de croissance
4. LES DIFFERENTS TISSUS DE L’ARTICULATION SYNOVIALE
4.1. Le cartilage articulaire
4.1.1. Composition et structure du cartilage articulaire
a. Les chondrocytes
b. La matrice extracellulaire
c. Architecture du cartilage articulaire
4.1.2. Homéostasie du cartilage
a. Maintien du phénotype des chondrocytes
b. Charge mécanique
c. Propriétés avasculaires du cartilage articulaire et hypoxie
4.2. Le tissu osseux
4.2.1. Structure et fonctions de l’os
4.2.2. Les cellules de l’os
a. Les cellules d’origine mésenchymateuse
b. Les cellules d’origine hématopoïétique
4.2.3. La matrice extracellulaire de l’os
a. La phase organique
b. La phase minérale
4.2.4. Cycle de remodelage osseux
4.3. La membrane synoviale
4.3.1. Structure et fonction
4.3.2. Composition de la membrane synoviale
4.4. Les autres tissus de l’articulation
4.4.1. La moelle osseuse
4.4.2. Les tissus adipeux intra-articulaires
4.4.3. Les ménisques
4.4.4. Les ligaments et tendons
PARTIE II – L’ARTHROSE
1. ASPECTS EPIDEMIOLOGIQUES ET CLINIQUES DE L’ARTHROSE
1.1. Epidémiologie et définition
1.2. Prévalence
1.3. Diagnostic
1.4. Traitements
1.5. Facteurs de risque
1.5.1. Les facteurs de risques non modifiables
a. Le vieillissement
b. Le genre
c. Les facteurs génétiques, épigénétiques et ethniques
1.5.2. Les facteurs de risques modifiables
a. Surpoids, obésité et syndrome métabolique
b. Les traumatismes articulaires
2. PHYSIOPATHOLOGIE DE L’ARTHROSE
2.1. Modifications du cartilage articulaire
2.1.1. Modifications histologiques
2.1.2. Modifications cellulaires et matricielles
2.1.3. Mise en évidence de la différenciation hypertrophique des chondrocytes dans le cartilage arthrosique
a. Calcification du cartilage articulaire
b. Marqueurs de l’hypertrophie dans le cartilage arthrosique humain
c. Marqueurs de l’hypertrophie dans des modèles animaux d’arthrose
d. Régulation de l’hypertrophie des chondrocytes dans l’arthrose
2.2. Modifications de l’os sous-chondral
2.2.1. Modifications histologiques
a. Anomalies du remodelage de l’os sous-chondral
b. Anomalie de la vascularisation osseuse
c. Ostéophytes
d. Œdèmes médullaires et kystes sous-chondraux
2.2.2. Modifications cellulaires et matricielles
a. Activité ostéoblastique
b. Activité ostéoclastique
2.3. Remodelage de la membrane synoviale
2.3.1. Modifications histologiques
2.3.2. Modifications cellulaires
2.4. Modifications des autres tissus de l’articulation
2.4.1. Tissu adipeux de Hoffa
2.4.2. Tissu adipeux intra-médullaire
2.4.3. Ménisques et ligaments
PARTIE III – L’UNITÉ FONCTIONNELLE CARTILAGE / OS SOUS-CHONDRAL
1. INTERACTIONS FONCTIONNELLES ENTRE LE CARTILAGE ARTICULAIRE ET L’OS SOUS-CHONDRAL
1.1. Les différents types d’interactions fonctionnelles entre le cartilage et l’os
1.1.1. Interactions mécaniques
1.1.2. Interactions biochimiques
1.2. Les vecteurs des interactions biochimiques entre le cartilage et l’os
1.2.1. Les contacts directs
1.2.2. Les microfissures
1.2.3. Les chenaux vasculaires ou resorption pits
2. REACTIVATION PATHOLOGIQUE DE L’OSSIFICATION ENDOCHONDRALE AU COURS DE L’ARTHROSE
2.1. L’angiogenèse ostéochondrale au cours de l’arthrose
2.1.1. Implication de l’angiogenèse ostéochondrale dans l’arthrose humaine
2.1.2. Implication de l’angiogenèse ostéochondrale dans des modèles animaux d’arthrose
2.1.3. Stratégies thérapeutiques ciblant l’angiogenèse dans des modèles animaux d’arthrose
a. Inhibiteurs du VEGF
b. Facteurs anti-angiogéniques
c. Inhibition du TGF-β
2.2. L’ostéoclastogenèse au cours de l’arthrose
2.2.1. Communication entre chondrocytes et ostéoclastes au cours de l’arthrose
a. Régulation des chondrocytes par les ostéoclastes
b. Régulation des ostéoclastes par les chondrocytes
HYPOTHESE DE TRAVAIL
OBJECTIFS
MATERIELS ET METHODES
MATERIELS D’ETUDE
1. COLLECTION ET PREPARATION DES PRELEVEMENTS DE TISSUS HUMAINS ARTHROSIQUES
1.1. Inclusion des patients
1.2. Dissection des tissus et préparation des échantillons
2. INDUCTION DE L’ARTHROSE CHEZ LE RAT ET INJECTION D’UNE MOLECULE ANTI-ANGIOGENIQUE 
2.1. Conditions d’hébergement des animaux
2.2. Modèle d’arthrose post-traumatique
2.3. Injection systémique d’une molécule anti-angiogénique
2.4. Injection de tétracycline, sacrifice des animaux et prélèvement des tissus
3. CULTURES ET DIFFERENCIATIONS CELLULAIRES
3.1. Culture et différenciation de chondrocytes murins
3.1.1. Culture primaire de chondrocytes articulaires immatures murins
3.1.2. Modèle de différenciation hypertrophique de chondrocytes
3.2. Culture et différenciation de monocytes murins
3.3. Culture de cellules endothéliales humaines
METHODES D’ANALYSE
1. TESTS FONCTIONNELS D’ANGIOGENESE
1.1. Adhérence de cellules endothéliales aux matrices extracellulaires de chondrocytes
1.2. Prolifération de cellules endothéliales en réponse à une stimulation par des milieux conditionnés de chondrocytes
1.3. Migration de cellules endothéliales en réponse à une stimulation par des milieux conditionnés de chondrocytes
1.4. Formation de tubules sur Matrigel en réponse à une stimulation par des milieux conditionnés de chondrocytes
2. ANALYSES MOLECULAIRES, BIOCHIMIQUES ET HISTOLOGIQUES
2.1. Analyses moléculaires
2.1.1. Extraction des ARN totaux et rétro-transcription (RT)
2.1.2. PCR quantitative en temps réel (qPCR)
2.2. Analyses biochimiques
2.2.1. Dosage protéique
2.2.2. Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay (ELISA)
2.2.3. Angiogenesis array
2.3. Analyses histologiques
2.3.1. Coloration Safranine-O/Fast Green et score OARSI
2.3.2. Marquage TRAP
2.3.3. Marquage TUNEL
2.3.4. Immunohistochimie
3. ANALYSES STATISTIQUES
RESULTATS
1. EVALUATION DE L’IMPACT DE L’INHIBITION DE L’ANGIOGENESE DANS LE DEVELOPPEMENT DE L’ARTHROSE POST-TRAUMATIQUE
1.1. Evaluation histologique de la sévérité de l’arthrose
1.2. Implication des chondrocytes hypertrophiques dans l’inhibition de l’angiogenèse
2. CARACTERISATION MOLECULAIRE DES CHONDROCYTES HYPERTROPHIQUES ISSUS D’UN NOUVEAU MODELE DE DIFFERENCIATION PROGRESSIVE
2.1. Modèles in vitro de différenciation hypertrophique de chondrocytes : données bibliographiques
2.2. Etude du profil d’expression génique des chondrocytes issus d’un nouveau modèle de différenciation progressive
2.2.1. Validation de l’utilisation d’un nouveau modèle de différenciation de chondrocytes
2.2.2. Expression génique de facteurs impliqués dans le remodelage de la jonction ostéochondrale
3. CARACTERISATION FONCTIONNELLE DE LA CONSEQUENCE DE LA DIFFERENCIATION HYPERTROPHIQUE DES CHONDROCYTES PRE-HYPERTROPHIQUES
3.1. Stimulation de l’ostéoclastogenèse par les chondrocytes hypertrophiques
3.2. Régulation de l’angiogenèse par les chondrocytes hypertrophiques
3.2.1. Mécanismes de l’angiogenèse : données bibliographiques
a. Mécanismes de l’angiogenèse par bourgeonnement
b. L’angiogenèse de l’os
3.2.2. Rôles des facteurs stockés dans la matrice extracellulaire des chondrocytes
a. Mise au point de la technique d’adhérence
b. Evaluation de l’adhérence de cellules endothéliales aux matrices de chondrocytes
3.2.3. Rôles des facteurs sécrétés par les chondrocytes
a. Prolifération de cellules endothéliales en réponse à une stimulation par des milieux conditionnés de chondrocytes
b. Migration de cellules endothéliales en réponse à une stimulation par les milieux conditionnés de chondrocytes
c. Formation de tubules sur Matrigel des cellules endothéliales en réponse à une stimulation par les milieux conditionnés de chondrocytes
4. IDENTIFICATION DES FACTEURS IMPLIQUES DANS LES EFFETS OBSERVES DANS L’OSTEOCLASTOGENESE ET L’ANGIOGENESE
4.1. Etude du sécrétome des chondrocytes issus d’un modèle de différenciation progressive de chondrocytes murins
4.2. Mise en évidence du rôle de SDF-1 dans le remodelage de la jonction ostéochondrale
4.2.1. L’axe SDF-1/CXCR4 dans l’arthrose : données bibliographiques
a. SDF-1 et ossification endochondrale
b. SDF-1 et métabolisme des chondrocytes
c. SDF1 et ostéoclastogenèse
d. SDF-1 et arthrose
e. Stratégies thérapeutiques ciblant SDF-1 dans l’arthrose
4.2.2. Mise en évidence de la présence de SDF-1 dans des tissus humains arthrosiques
4.3. Evaluation de l’impact de l’inhibition de l’axe SDF-1/CXCR4 sur l’angiogenèse
4.3.1. Effets de l’inhibition de l’axe SDF-1/CXCR4 dans l’activité angiogénique des chondrocytes
a. Inhibition de l’axe SDF-1/CXCR4 et migration cellulaire
b. Inhibition de l’axe SDF-1/CXCR4 et formation de tubules sur Matrigel
CONCLUSIONS ET DISCUSSION
CONCLUSION GENERALE

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