Les differentes voies de formation des especes reactives de l’oxygene

LES DIFFERENTES VOIES DE FORMATION DES ESPECES REACTIVES DE L’OXYGENE 

Les organismes aérobies génèrent leur énergie par la réduction du dioxygène (O2) en molécule d’eau (H2O). Au cours de ce processus, des sous-produits appelés espèces réactives dérivées de l’oxygène (ROS en anglais pour Reactive Oxygen Species) se forment. Le premier ROS généré est l’anion superoxyde (O2•- ). Il est le résultat de la réduction à un électron du dioxygène. Ensuite, par réactions en cascade, l’anion superoxyde conduit à la formation d’autres ROS, le peroxyde d’hydrogène (H2O2) puis le radical hydroxyle (•OH). Chez l’homme, les ROS sont essentiellement produits dans les mitochondries et les peroxysomes.

Généralités sur la formation des ROS

L’oxygène (O2) est une molécule qui possède deux électrons non appariés. L’acceptation par l’O2 d’un électron dans son orbitale anti-liante π*2p, induit sa transformation en radical superoxyde O2•- . A pH physiologique, O2•- est protoné (pKa =4.8) et est transformé en peroxyde d’hydrogène (H2O2) et O2 par réaction de dismutation ou est réduit à nouveau pour donner un ion peroxyde puis après protonation former du peroxyde d’hydrogène .

Le peroxyde d’hydrogène est un précurseur d’un autre ROS, le radicale hydroxyle (•OH). En effet, une rupture homolytique de la liaison O-O d’H2O2 peut être provoquée par différents phénomènes tels qu’un rayonnement ionique, une source de chaleur ou une réaction d’oxydo-réduction avec ions métalliques. La réaction d’H2O2 avec l’ion Fe2+ ou l’ion Cu+ a pour conséquence la formation d’un radical hydroxyle et d’un ion hydroxyde et ce avec de très bonnes constantes de vitesse : cette réaction est appelée réaction de Fenton .

La formation des ROS par la chaîne respiratoire mitochondriale

Les chaînes de transport d’électrons, notamment la chaîne respiratoire de la mitochondrie, est une source importante de ROS pour les cellules. La chaîne respiratoire mitochondriale qui a pour rôle de produire de l’ATP à partir d’ADP se compose principalement de cinq complexes protéiques nommés I, II, III, IV et V.

Le transfert électronique débute par le transfert simultané d’électrons provenant du complexe I (la NADH déshydrogénase) et du complexe II (la succinate déshydrogènase) vers le coenzyme Q10H2. Ces électrons proviennent de l’oxydation de la NADH en NAD+ et de ’oxydation du succinate en fumarate. Le complexe I et le complexe II transfèrent donc des électrons provenant de la matrice mitochondriale vers le coenzyme Q10H2, qui diffuse dans la membrane mitochondriale interne. Le complexe III (la coenzyme Q-cytochrome c réductase) transfère des électrons provenant de Q10H2 vers l‘espace inter-membranaire par la réduction du cytochrome c. Enfin, le complexe IV (la cytochrome c oxydase) transfère 4 des électrons provenant des cytochromes c réduits vers une molécule de dioxygène qui est réduite en deux molécules d’eau  .

Durant le processus de transfert électronique dans la chaîne mitochondriale, de l’ion superoxyde et du peroxyde d’hydrogène peuvent être produits. Ces ROS sont formés par réduction du dioxygène (à un ou deux électrons) induite par les centres redox donneurs présents dans la mitochondrie et les enzymes métaboliques associées. Onze sites «de fuite électronique » libérant des électrons et produisant ainsi ces ROS ont été identifiés dans la chaîne mitochondriale : OF, BF, AF, PF, IF, IQ, IIF, IIIQo, GQ, EF et DQ qui se référent aux sites de liaison de la flavine (indice F) ou de l’ubiquinone (indice Q) des complexes 2-oxoglutarate (O), 2-oxoacide à chaîne ramifiée (B), 2-oxoadipate (A) et pyruvate (P) déshydrogénase, du complexe I, du complexe II et du site externe de l’ubiquinone du complexe III (IIIQo), et de la glycérol-3-phosphate déshydrogénase mitochondriale (G), du système ETF/ETF: QOR (E) et de la dihydroorotate déshydrogénase (D) .

La formation des ROS par les NADPH Oxydases

La famille des NOX, aussi appelée NADPH oxydases, sont des oxydoréductases transmembranaires (enzyme de classe 1) chargées de transporter les électrons à travers les membranes biologiques. Les NOX catalysent la réaction d’oxydation par le dioxygène du Nicotinamide Adénine Dinucléotide Phosphate (NAPDH). Cette réaction a pour produit la NADP+ et l’ion superoxyde (O2 •- ). Ainsi les NOX, ont été les premiers systèmes enzymatiques identifiés comme ayant pour rôle la production de ROS pour leurs fonctions biologiques et qui ne sont donc pas des produits secondaires. A ce jour, sept NOXs ont été identifiées et caractérisées : NOX1, NOX2, NOX3, NOX4, NOX5, DUOX1 et DUOX2. Chaque NOX a des niveaux d’expression importants dans un ou deux tissus cellulaires seulement. Néanmoins, une expression moindre peut être détectée dans un nombre de tissus plus large . Dans chaque cellule exprimant une NOX, la présence de superoxyde est observée à concentration plus ou moins importante.

La formation des ROS par d’autres systèmes enzymatiques

En plus de la chaîne respiratoire mitochondriale et des NADPH oxydases, d’autres systèmes enzymatiques ont été identifiés comme sources de ROS dans différents compartiments cellulaires : les flavoprotéines, la D-amino acide oxydase, la glycolate oxydase, l’acyl-CoA oxydase, et l’urate oxydase sont des enzymes présentes dans le peroxysome et sont génératrices d’H2O2 sans passer par l’intermédiaire du radical superoxyde. Le cytosol possède également des enzymes génératrices d’H2O2 telles que la xanthine oxydase et l’aldéhyde oxydase.

LE ROLE DES ROS DANS LES MECANISMES CELLULAIRES

Les ROS sont donc des espèces naturellement présentes dans les cellules. De nombreuses fonctions physiologiques sont contrôlées par des voies de signalisation sensibles à l’état redox des cellules. Les ROS jouent ainsi un rôle clé dans différents mécanismes cellulaires. Quelques exemples de l’implication des ROS sont décrits ci dessous, en se focalisant plus particulièrement sur H2O2 .

Les ROS permettent de réguler la ventilation respiratoire et la masse des globules rouges. Les corps carotides jouent le rôle de capteur pour mesurer la concentration en dioxygène du sang artériel. Ils détectent le niveau d’apport en dioxygène au niveau des tissus de l’organisme et relayent les informations sensorielles aux neurones du tronc cérébral qui régulent la respiration. Lors d’une hypoxie, le manque dedioxygène engendre la diminution de l’activité d’enzymes telles que la NADPH oxydase et la NADPH- cytochrome P450, qui produisent des ROS et notamment H2O2. La diminution de la concentration de H2O2 impacte les canaux à potassium, ce qui induit une dépolarisation de la membrane, et la libération de neurotransmetteurs. L’activité sensorielle va être stimulée et une régulation du niveau d’oxygène effectuée. Ainsi les ROS permettent de maintenir strictement l’homéostasie du dioxygène .

Table des matières

CHAPITRE 1 : INTRODUCTION
I. LE STRESS OXYDANT
1) LES DIFFERENTES VOIES DE FORMATION DES ESPECES REACTIVES DE L’OXYGENE
2) LE ROLE DES ROS DANS LES MECANISMES CELLULAIRES.
3) LES SYSTEMES DE REGULATION DES ROS.
4) STRESS OXYDANT ET PATHOLOGIES LIEES AU ROS
II. LA CATALASE
1) CATALYSE DE LA REACTION DISMUTATION DU PEROXYDE D’HYDROGENE PAR LA CATALASE
2) CATALASES, STUCTURES ET MECANISMES REACTIONELS.
3) LES APPROCHES THERAPEUTIQUES
CHAPITRE 2 : DECOUVERTE PAR CHIMIE COMBINATOIRE D’UN COMPLEXE METALLOPEPTIDE MIMANT L’ACTIVITE DE CATALASE
I. INTRODUCTION
1) MIME ENZYMATIQUE PEPTIDIQUE, QUEL EST L’AVANTAGE D’AVOIR UN LIGAND PEPTIDIQUE ?
2) DECOUVERTE DE METALLOPEPTIDES ACTIFS PAR CHIMIE COMBINATOIRE
II. IDENTIFICATION D’UN COMPLEXE ACTIF PAR CHIMIE COMBINATOIRE COUPLÉE À UNTEST D’ACTIVITÉ SUR GEL
1) METHODE DE SYNTHESE ET D’IDENTIFICATION DES HITS.
2) CONCEPTION ET PREPARATION DE LA BIBLIOTHEQUE JRF1
3) SELECTION DES COMPLEXES ACTIFS PAR UN TEST D’ACTIVITE CATALASE SUR GEL
4) ANALYSE DES PEPTIDES SELECTIONNES PAR SPECTROMETRIE MALDI-TOF ET IDENTIFICATION DE LEURS STRUCTURE PRIMAIRE A L’AIDE DU LOGICIEL BIBLIO.
5) SECONDE SELECTION : ANALYSE QUANTITATIVE DE L’ACTIVITE CATALASE PAR SPECTROMETRIE UV-VISIBLE DES COMPLEXES SELECTIONNES
III. CARACTERISATION DU COMPLEXE CUCATM1-CU 2+
1) SYNTHESE DU PEPTIDE CUCATM1 : PHYKHRLH
2) MISE EN EVIDENCE DE LA FORMATION DE COMPLEXES ET DETERMINATION DE LEUR STŒCHIOMETRIE
3) DETERMINATION DES CONSTANTES DE DISSOCIATION ET DONNEES THERMODYNAMIQUES
4) EVALUATION DE L’ACTIVITE CATALASE ET DES CONSTANTES CINETIQUES DE DISMUTATION DE H2O2
IV. ACTIVITÉ CATALASE DE CATM1 DANS LES CELLULES HELA HYPER
1) MODELE CELLULAIRE HELA-HYPER
2) ETUDE DE L’ACTIVITE DU COMPLEXE CUCATM1:CU
2+ DANS LES CELLULES HELA-HYPER
CHAPITRE 3 : SECONDE GENERATION DE METALLOPETIDES : OPTIMISATION DU COMPLEXE CUCATM1-CU2+
I. INTRODUCTION : INDUCTION D’UN REPLIEMENT DE TYPE COUDE- AU SEIN D’UN PEPTIDE 115
1) STRUCTURE SECONDAIRE DES PROTEINES ET ACTIVITE.
2) LE MOTIF COUDE- Β (Β-TURN)
II. CONCEPTION, SYNTHESE ET CARACTERISATION DU COMPLEXE PEPTIDIQUE CUCATM1-COUDE : CU 2+
1) CONCEPTION DU PEPTIDE CUCATM1-COUDE (CUCATM1-C)
2) CARACTERISATION DU COMPLEXE CUCATM1-C : CU 2+
3) ANALYSE DE L’ACTIVITE CATALASE DU COMPLEXE CUCATM1-COUDE : CU 2+
III. CONCEPTION, SYNTHESE ET CARACTERISATION DES COMPLEXES PEPTIDIQUES DE SECONDE GENERATION CUCATM1-(X) : CU 2+
1) CONCEPTION DES PEPTIDES DE LA SECONDE GENERATION
2) CARACTERISATION ET ANALYSE DE L’ACTIVITE CATALASE DES COMPLEXES DE LA SECONDE GENERATION
3) CONCLUSION ET PERSPECTIVES
CHAPITRE 4 : CONCLUSIONS

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