Soutenance mémoire
Morphologie
Les œufs de Macrobrachium spp sont de couleur orange brillant. Ils mesurent entre 0,6 et 0,7mm. La coloration vire au gris 2 à 3 jours avant l’éclosion (Ling,1968). Les larves fraîchement écloses mesurent 1,92mm environ (Uno & Kwon, 1969). Elles sont planctoniques. Elles nagent activement la queue en avant, la face ventrale tournée vers le haut. Les postlarves sont de couleurs translucides, rouge marron au niveau du céphalothorax. Elles nagent normalement comme les adultes (New et Singholka, 1985). Les chevrettes adultes présentent un corps divisé en 2 parties : le céphalothorax et l’abdomen (Ismaël et New, 2000). Le céphalothorax est formé par la fusion du céphalon (6 segments) et du thorax (8 segments). Une carapace dure recouvre le céphalothorax jusqu’au sommet du rostre. Les segments du céphalon et du thorax sont complètement fusionnés et la segmentation est invisible. L’abdomen est formé de 6 segments terminés par un telson. La segmentation est très distincte.
Anatomie
L’appareil circulatoire des Décapodes est décrit par McLaughlin (1983), McMahon et Burnett (1990). L’appareil circulatoire des Macrobrachium spp est un système ouvert, le cœur pompe l’hémolymphe vers un système artériel complexe qui le diffuse dans les tissus. Pour l’appareil respiratoire, les détails de la structure des branchies ont été décrits par Freire et McNamara (1995) sur l’espèce Macrobrachium olferssi. Les branchies des Macrobrachium spp sont logées dans la cavité branchiale de la partie ventrale du céphalothorax. Un courant d’eau continu passe par cette cavité. Des pigments respiratoires prennent l’oxygène et le transportent dans les tissus. Icely et Nott (1992) ont fourni des données détaillées concernant le tube digestif des Macrobrachium spp. De la bouche à l’anus, le tube digestif se divise en 3 parties :
– la partie antérieure, située dans le céphalothorax, comprend l’œsophage et l’estomac. L’estomac à son tour se divise en chambre cardiaque et chambre pylorique. Cette partie assure la mastication et la filtration des aliments ;
– l’intestin moyen, siège des enzymes, assure l’assimilation et ;
– la partie postérieure sert à l’évacuation des déchets jusqu’à l’anus.
McLaughlin (1983), Mantel et Farmer (1983) ont fourni des détails sur le système excréteur des chevrettes. Tous les tissus et organes des Crustacés participent à l’évacuation des déchets. Mais c’est la glande antennate qui en est le premier responsable. L’ouverture de la glande se trouve près de la base des antennes. Concernant les appareils reproducteurs, chez les mâles, le pair de testicules se situe au milieu dans la partie dorsale du céphalothorax. Les deux canaux déférents les relient à une ouverture située à la base de la 5è paire de péréiopodes. Chez la femelle, les deux ovaires sont situés au-dessus de l’estomac et de l’hépatopancréas. Une paire d’oviducte les relient jusqu’à la base de la 3è paire de péréiopodes (Ismaël & New, 2000)
Reproduction
Les crevettes d’eau douce sont des espèces à sexe séparé. Le sexe peut être déterminé à partir du stade juvénile (Nagmine et Knight, 1980). Chez le mâle, la tête est généralement plus grosse que chez la femelle. La deuxième paire de péréiopode, en forme de pince longue et robuste, est également plus développée chez les mâles et l’orifice génital se trouve à la base de la 5è paire de péréiopode. New et Singholka (1985) ont remarqué qu’un point dur est présent au centre du premier segment abdominal dans la partie ventrale. Ce point est absent chez la femelle. Entre autres, les mâles ont trois 3 morphotypes bien distincts selon l’âge de la maturité sexuelle :
– les mâles à pince bleu sont dominants. Ils assurent la reproduction ;
– ceux à pince orange deviennent des pinces bleues une fois que ceux-ci disparaissent de la population et ;
– les mâles à pince claire sont les nouveaux recrus de la population. Ils vont devenir des pinces orange dès que ceux-ci occupent la place des pinces bleues et ainsi de suite.
Les pinces des femelles sont peu développées. L’orifice génital se situe à la base de la 3è paire des péréiopodes. Les trois premiers pleura des femelles forment une chambre dans laquelle les œufs sont incubés (Ismaël D. et M. B. New, 2000).
CONCLUSION
A l’écloserie à Amborovy, les conditions environnementales pour une production larvaire de chevrette sont idéales. La température de l’eau d’élevage durant les trois mois d’étude est comprise entre 28 et 31°C. Le centre est destiné à produire des postlarves de crevette côtière au début mais après la diversification des activités du centre, il a opté l’essai de production de postlarve de chevrettes. Le centre est conçu à produire des postlarves de crevettes de mer avec le système intermédiaire. Pourtant, même si les paramètres physico-chimiques exigés par les chevrettes sont respectés, la production larvaire de M. sp1 de Marovoay est encore plus longue par rapport à celle du Macrobrachium rosenbergii. Cette durée de la production larvaire est due à la stagnation des larves aux stades VI, VII et XI l’attente de la métamorphose pour tous les bacs. Toutefois, la production larvaire de chevrette est prometteuse. Les postlarves issues de la production sont jugées de bonne qualité selon les critères déjà établis pour le Macrobrachium rosenbergii, avec un taux de survie acceptable en se référant à la production larvaire des Macrobrachium rosenbergii, et également par rapport aux différents résultats déjà obtenus par le CDCC. Pour l’élevage à grande échelle, artisanal ou industriel à Madagascar des crevettes d’eau douce, la bonne gestion de la production larvaire est primordiale. La minimisation de la durée de production larvaire comme celle qui se passe ailleurs est indispensable. Suite à cette étude, d’autres essais de production s’avèrent nécessaires afin de déterminer les causes des durées exceptionnelles des stades VI, VII et XI. D’un autre côté, étant donné que l’espèce testée pour la production est une espèce autochtone, le cycle de production peut être considéré différent de celui de Macrobrachium rosenbergii, bien maîtrisé ailleurs. Ce qui permet de confirmer que M. sp1 de Raherinasolo (2003) est tout à fait différente de Macrobrachium rosenbergii, non seulement par la morphologie mais aussi par le cycle de vie.
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Table des matières
INTRODUCTION
Présentation du Centre de Développement de la Culture de Crevettes (CDCC)
Organigramme du CDCC (Janvier 2006 jusqu’à présent)
I. PROBLEMATIQUES ET ETUDES BIBLIOGRAPHIQUES
I.1. PROBLEMATIQUES
I.2. ETUDES BIBLIOGRAPHIQUES
I.2.1. Systématique des crevettes d’eau douce
I.2.2. Morphologie
I.2.3. Biologie et écologie
I.2.3.1. Anatomie
I.2.3.2. Reproduction
I.2.3.3. Cycle biologique
II. MATERIELS ET METHODES
II.1. MATERIELS
II.1.1. Equipements utilisés
II.1.1.1. Bacs
II.1.1.2. Tuyaux
II.1.1.3. Matériels pour les contrôles des paramètres physico-chimiques
II.1.1.4. Equipements pour le suivi de la qualité des larves
II.1.1.5. Equipement pour l’estimation du nombre des larves
II.1.1.6. Equipements pour l’incubation des Artemia
II.1.1.7. Equipements pour le broyage des jaunes d’œufs
II.1.1.8. Aération
II.1.1.9. Autres équipements
II.1.2. Eau
II.1.3. Matériels biologiques
II.1.3.1. Géniteurs
II.1.3.2. Aliments des larves
II.2. METHODOLOGIE
II.2.1. Préparatif de l’eau d’élevage
II.2.2-. Traitement et acclimatation des géniteurs
II.2.3. Incubation et éclosion des œufs
II.2.4. Transfert des larves
II.2.5. Suivi du nombre du cheptel
II.2.6. Suivi de la qualité des larves
II.2.7. Distribution d’aliment
II.2.8. Changement d’eau
II.2.9. Alimentation des pos larves
III. RESULTATS ET DISCUSSIONS
III.1. Répartition des larves
III.2. Suivi de l’élevage
III.2.1. Résultats sur les paramètres physico-chimiques
III.2.1.1. Température
III.2.1.2. Oxygène dissous
III.2.1.3. pH
III.2.2. Changement d’eau
III.2.3. Alimentation
III.2.3.1. Artemia
III.2.3.2. Jaunes d’œufs
III.2.4. Résultats sur les observations
III.3. Evolution des stades larvaires
III.3.1. Durée de l’évolution des stades larvaires
III.3.2. Caractéristiques des larves
III.3.3. Acclimatation
III.3.4. Evolution de la densité
III.4. Transfert des postlarves
CONCLUSION
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