Le testicule, « usine » à spermatozoïdes

Le testicule, « usine » à spermatozoïdes

Spermiogenèse

Faisant suite à la dernière division méiotique, la spermiogenèse est l’étape de métamorphose des spermatides rondes en spermatozoïdes. Techniquement, après ces étapes, la spermatogonie à 2 n chromosomes donne naissance à 16 spermatozoïdes à 1 n chromosome (Schéma II). Cette phase de maturation est subdivisée en plusieurs étapes dont le nombre varie selon les espèces [(Thibault & Levasseur 2001) page 262-265]. Ces étapes nécessitent la mise en place d’un nouveau protéome et un complet remodelage de la structure de la cellule (organelles, vésicules acrosomales, flagelle et autres structures spécifiques) (van Lith et al. 2007). Brièvement, on assiste à une réorganisation des structures de la cellule. 1- ) La chromatine subit des remaniements structuraux permettant la condensation du noyau qui passe d’une forme ovoïde à une forme aplatie, allongée et polarisée.

Les histones sont remplacées par les protamines, assurant la compaction de l’ADN. 2- ) Les structures de l’appareil de Golgi se regroupent en une vésicule au pole apicale pour former l’acrosome, contenant les enzymes hydrolytiques nécessaires au processus de fécondation. 3- ) La queue ou flagelle du spermatozoïde est composé de trois parties (la pièce intermédiaire, la pièce principale et la pièce terminale). Elle se développe avec la mise en place de structures dont le complexe axonémal essentiel à la mobilité du spermatozoïde et l’organisation des mitochondries autour des fibres denses externes dans la pièce intermédiaire (de Kretser et al. 1998). L’excès de cytoplasme est expulsé du spermatozoïde et phagocyté par les cellules de Sertoli. L’acquisition du pouvoir fécondant de ces spermatozoïdes ainsi formés se fait grâce à l’interaction avec une multitude de protéines et complexes protéiques finement régulés par l’expression, phase spécifique, d’une multitude de gènes que les spermatozoïdes rencontrent au cours de leur périple dans l’épididyme ainsi que dans le tractus femelle avant la rencontre avec l’ovocyte (Hermo et al. 2010a, Hermo et al. 2010b).

Les cellules de Sertoli

Ces cellules somatiques sont présentes au sein de la gonade dès les premières étapes du développement testiculaire (13,5 jours post coïtum chez le rat). Elles produisent l’hormone anti-Müllerienne (AMH) dès les premiers stades grâce à l’expression SRY et de SOX9. L’AMH permet la différenciation du tractus génital mâle et la régression des canaux de Müller. Au cours de leur développement dans la phase embryonnaire, les cellules de Sertoli s’associent les unes aux autres au pole basale, par des jonctions de type adhérentes (Russell & Peterson 1985, Fuchs & Karakesisoglou 2001) et englobent les cellules germinales pour former l’ébauche des cordons séminifères (Griswold 1998, Mruk & Cheng 2004). Cette liaison met en place deux compartiments : un basal contenant les cellules germinales jusqu’au stade préleptotène, puis un compartiment central contenant les spermatocytes et les spermatides (Dym & Fawcett 1970, Cavicchia & Sacerdote 1988).

Ces complexes de structures d’adhérence constituent la barrière hémato testiculaire qui met en place un environnement assurant une protection des spermatozoïdes contre le système immunitaire et les composés néfastes pour ces derniers (Dym & Fawcett 1970, Russell 1977, Pelletier & Byers 1992). La barrière ne laisse filtrer que des molécules de très petite taille. Les cellules de Sertoli contrôlent ainsi tous composés entrants en contact avec les gamètes en croissance et produisent les composés nécessaires au développement et à la différenciation de ces cellules (Kissinger et al. 1982, Mather et al. 1983, Griswold 1988, Griswold 1995, Siu & Cheng 2004). Les cellules de Sertoli adjacentes sont en contact avec les gamètes par des jonctions d’adhésion et des jonctions communicantes (gap junctions) qui permettent les échanges et le contrôle de la production des gamètes (Madara 1998). Certains facteurs de croissance produits par les cellules de Sertoli (IGF-1; GDNF) permettent le contrôle de la prolifération et la croissance des cellules germinales (Hofmann et al. 2005, Hess et al. 2006, He et al. 2008).

La lumière du tube épididymaire, un espace immunosupprimé.

Les cellules de l’épithélium de l’épididyme sont liées entre elles de façon cohésive grâce à la présence en leur pôle apical, de jonctions serrées composées de structures de type zona occludens, zona adherens et desmosomes. La synergie entre ces différentes structures assure une étanchéité de ces liaisons et forme ainsi la barrière hématoépididymaire (Hoffer & Hinton 1984, Mital et al. 2011). Cette barrière assure l’intégrité du milieu intra-luminal en empêchant l’entrée de molécules provenant du système sanguin ou lymphatique et d’un autre point de vue, elle empêche la fuite des protéines et composés spécifiques du fluide épididymaire. À cette barrière physique (anatomique), s’ajoute un système de barrières physiologiques composé des transporteurs membranaires qui importent ou exportent des composés (transporteurs de D-glucose, d’ions, d’eau, de bicarbonate, d’acide aminé, de L-carnitine, de xénobiotiques) (Turner et al. 1980, Hinton & Howards 1981, Hinton & Howards 1982). Bon nombre de ces transporteurs se retrouvent au niveau basal de l’épithélium pour faire passer les molécules du système sanguin vers la lumière de l’épididyme (Brooks et al. 1973, Hinton & Hernandez 1987, Radigue et al. 1996). La barrière physiologique assure donc le maintien d’un environnement spécifique propice à la maturation des spermatozoïdes. C’est une structure dynamique qui assure et fait face aux variations du milieu tout au long de l’épididyme. Un défaut dans un de ces transporteurs peut mener à une variation du milieu qui se répercutera sur la fertilité de l’individu. Exemple des souris invalidées pour le gène cRos (ROS1) qui ont un dérèglement dans la concentration intraluminale de glutamate, phosphate inorganique et aussi au niveau du pH. Il en résulte des spermatozoïdes incapables de réguler leur volume dans un milieu hypotonique (Sonnenberg-Riethmacher et al. 1996, Yeung et al. 1999a, Wagenfeld et al. 2002, Xu et al. 2003, Yeung et al. 2004).

En troisième lieu, la barrière est renforcée par une veille immunologique. Les cellules du système immunitaire présentes sur la partie externe de l’épithélium et dans le tissu interstitiel (macrophages, lymphocytes T CD4+ et CD8), n’ont pas de contact direct avec la lumière du tube et les molécules autoantigéniques des spermatozoïdes présentes dans le fluide épididymaire, ne sont pas acheminées vers l’extérieur (Dym & Romrell 1975, Beagley et al. 1998). L’absence du système immunitaire dans ce tube n’implique pas l’absence de système de défense contre des pathogènes à l’instar de l’abondance des Beta-defensins, peptide antimicrobien (Patil et al. 2005, Zhou et al. 2013, Dorin & Barratt 2014). On y retrouve aussi certains facteurs immunorégulateurs (Pollanen & Cooper 1994). Contrairement à l’énoncé précédent concernant les cellules du système immunitaire, il a été démontré récemment la présence d’un réseau de certaines cellules dendritiques qui présentent des prolongements membranaires au travers des jonctions de la barrière physique pour entrer en contact avec le fluide et les spermatozoïdes dans la région proximale de l’épididyme dans le but d’échantillonner le fluide et de maintenir l’immunotolérance (Da Silva et al. 2011).

Table des matières

Résumé
Abstract
Table des matières
Liste des tableaux et figures
Liste des abréviations
Remerciements
Avant-propos
Chapitre I : Introduction
I.1. Le testicule, « usine » à spermatozoïdes
I.1.1. Structures tissulaires
I.1.1.1. La capsule testiculaire ou albuginée :
I.1.1.2. Espaces interstitiels :
I.1.1.3. Les tubes séminifères :
I.1.1.4. Innervation et vascularisation :
I.1.2. Composition en types cellulaires
I.1.2.1. Cellules germinales et la spermatogenèse :
I.1.2.1.1. Spermatogenèse
I.1.2.1.2. Spermiogenèse
I.1.2.2. Les cellules de Sertoli
I.1.2.3. Les cellules de Leydig
I.1.3. Résumé partiel :
I.2. L’épididyme, un organe, plusieurs régions, un rôle.
I.2.1. Anatomie de l’épididyme
I.2.1.1. Cellules principales
I.2.1.2. Cellules apicales et Narrow
I.2.1.3. Cellules claires
I.2.1.4. Cellules basales
I.2.1.5. Cellules à halo
I.2.2. La lumière du tube épididymaire, un espace immunosupprimé.
I.2.3. Un organe avec une diversité de protéines produites
I.2.4. Régulation de l’expression génique dans l’épididyme
I.2.4.1. Facteurs testiculaires lumicrines
I.2.4.2. Facteurs spermatiques
I.2.4.3. Facteurs de croissance
I.2.4.4. Hormones stéroïdiennes androgène et oestrogène
I.2.4.5. Facteurs autres
I.2.4.5.1. La pression
I.2.4.5.2. Variations thermiques
I.2.4.5.3. Petits ARNs
I.2.4.5.4. Sécrétions épididymaires (épididymosomes)
I.2.5. L’épididyme et la maturation des spermatozoïdes
I.2.5.1. Protéines
I.2.5.1.1. Les épididymosomes :
I.2.5.1.2. Protéines associées aux épididymosomes et transférées aux spermatozoïdes
I.2.5.2. La phosphorylation du flagelle
I.2.5.3. Les lipides membranaires
I.2.6. Résumé partiel :
I.3. La protéine DCXR
I.3.1. Biochimie de la protéine DCXR
I.3.1.1. Homologies interspécifiques de la DCXR
I.3.1.2. Localisation tissulaire de la DCXR
I.3.2. La DCXR, une protéine de type moonlighting (multifonctionnelle).
I.3.2.1. Description des protéines de type moonlighting :
I.3.2.2. Rôles liés à son pouvoir enzymatique
I.3.2.2.1. Détoxification
I.3.2.2.2. Métabolisme énergétique (sugar metabolism)
I.3.2.2.3. Mécanisme de régulation de l’expression de la DCXR
I.3.2.3. Rôles non liés au pouvoir enzymatique :
I.3.2.3.1. Variation du niveau de DCXR dans les cas de cancer.
I.3.2.3.2. Protéine marqueur de la maturation spermatique; rôle dans le processus de fécondation.
I.3.2.3.2.a. DCXR sur les spermatozoïdes
I.3.2.3.2.b. DCXR impliqué dans les cas d’infertilité idiopathique.
I.3.3. Résumé partiel :
I.4. Hypothèses et objectifs
I.4.1. Hypothèse
I.4.2. Objectifs
I.4.3. Justification du choix des modèles
I.4.3.1. Le modèle bovin
I.4.3.1.1. Possibilité d’avoir une valeur quantitative relative de la fertilité d’un individu mâle. (Caractéristique importante de ce modèle)
I.4.3.1.2. Disponibilité du matériel
I.4.3.1.3. Puissance statistique due à l’hétérogénéité dans les échantillons obtenus.
I.4.3.2. Le modèle humain
I.4.3.3. Le modèle murin
Bibliographie
Chapitre II : Dicarbonyl L-xylulose reductase (DCXR), a “moonlighting protein” in the bovine epididymis
II.1 Résumé
II.2 Abstract
II.3 Introduction
II.4 Materials and methods
II.4.1 Tissues and spermatozoa
II.4.2 RNA extraction and bovine DCXR cloning
II.4.3 Quantitative real-time PCR assay
II.4.4 In situ hybridization
II.4.5 DCXR antibody production
II.4.6 Other antibodies used in this study
II.4.7 Immunohistochemistry
II.4.8 Epididymal vesicles (epididymosomes) isolation
II.4.9 Proteolytic treatment of epididymosomes, fluid, and recombinant proteins
II.4.10 Epididymal tissues and spermatozoa sub cellular fractionation
II.5 Results
II.6 Discussion
II.7 Supplemental data
II.8 Acknowledgements
II.9 References
Chapitre III : L’implication de la DCXR dans le mécanisme énergétique dans l’épididyme bovin
III.1. Résumé
III.2. Introduction
III.3. Matériel et méthode
III.3.1. Tissus et spermatozoïdes
III.3.2. Préparation du fluide et des spermatozoïdes
III.3.3. Fractionnement cellulaire
III.3.4. Fractionnement des spermatozoïdes
III.3.5. Production de la protéine recombinante
III.3.6. Mesure de l’activité enzymatique
III.3.7. Extraction ARN et clonage des gènes
III.3.8. PCR quantitative en temps réel
III.4. Résultats
III.5. Discussion
III.6. Références
Chapitre IV : Rapports sur l’étude de l’importance de la DCXR dans la fertilité et de sa capacité de liaison à la zone pellucide.
IV.1. Identification et caractérisation des domaines de la protéine DCXR chez l’humain
IV.1.1. Mise en contexte et exposition des objectifs du projet
IV.1.2. Matériel et méthode
IV.1.2.1. Production des protéines recombinantes par Saccaromyces. pombe (S. pombe)
IV.1.2.2. Mesure de l’activité enzymatique
IV.1.2.3. Extraction de protéine de la zone pellucide (ZP) bovine
IV.1.2.4. Biotinylation des protéines
IV.1.2.5. Interaction spermatozoïdes/ovocytes dénudés en présence de protéine recombinante.
IV.1.3. Résultats et discussions
IV.2. Invalidation génique de la DCXR murine
IV.2.1. Mise en contexte et exposition des objectifs du projet
IV.2.2. Matériel et méthode
IV.2.2.1. Production des cellules ES transfectées
IV.2.2.2. Extraction d’ADN de cellules ES transfectées
IV.2.2.3. Génération des souris
IV.2.2.4. Extraction d’ADN génomique de queue de souris
IV.2.2.5. Protocole de Southern blot
IV.2.3. Résultats et difficultés rencontrées
IV.3. Références
Chapitre V : Discussions et perspectives.
V.1. La DCXR chez les différentes espèces.
V.1.1. Le Modèle KO
V.1.2. Analyse de la protéine par induction de mutations
V.1.3. Le modèle bovin
V.1.3.1. DCXR chez le bovin
V.1.3.2. Implications de son rôle énergétique dans l’épididyme et sur les spermatozoïdes.
Conclusion
Bibliographie

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