Le ravageur : Plutella xylostella (L.)

Le ravageur : Plutella xylostella (L.) 

Systématique

L’espèce Plutella xylostella (L.) est communément appelée la « Teigne des Brassicacées » ou « Teigne des Crucifères ». Elle a été décrite pour la première fois par Linné en 1758. Elle est parfois classée dans la famille des Yponomeutidae. Ayant subi plusieurs changements de nom, elle a longtemps été appelée Plutella maculipennis (Curtis 1832) avant d’acquérir son nom actuel (Moriuti 1986). Le genre comprend plus d’une douzaine d’espèces dont cinq sont d’importance économique.

La position systématique de Plutella xylostella (L.) est actuellement :
Embranchement : Arthropoda
Classe : Insecta
Ordre: Lepidoptera
Famille : Plutellidae
Genre: Plutella
Espèce : xylostella .

Origine et répartition géographique

Son origine exacte est sujette à controverse. D’après Hardy (1938), Balachowsky (1966) et Talekar & Shelton (1993) Plutella xylostella serait originaire de la région méditerranéenne de l’Europe occidentale, zone d’origine du chou. De plus, de nombreuses espèces de parasitoïdes et de Brassicacées ont été recensées dans cette zone (Pichon 2004). Mais, plus récemment Kfir (1998) situe l’origine de cette espèce en Afrique du sud, en s’appuyant également sur la présence d’un grand nombre d’espèces de parasitoïdes et de Brassicacées endémiques dans cette région. La répartition des populations de Plutella xylostella est mondiale (Chu 1986 ; Talekar & Shelton 1993). L’espèce est devenue cosmopolite suite au développement de la culture des Brassicacées dans le monde entier et elle se retrouve de nos jours dans 128 pays répartis sur cinq continents (Birot 1998). En Afrique, elle a été rencontrée pour la première fois en  Gambie (Afrique de l’Ouest) et au Cap (Afrique du sud) en 1880 puis en Ethiopie en 1902, en Tanzanie en 1906 et au Zaïre (actuel RDC) en 1935 (Ngouembe 1990).

Migrations

La migration d’une espèce d’insecte est un des facteurs importants dans l’extension de sa distribution (Pichon 1999). Grand migrateur ou accidentellement introduit, ce ravageur est devenu cosmopolite (Kfir 1998 ; Sorribas 1999). La propagation de P. xylostella dans le monde est due à l’extension des cultures de Brassicacées, mais aussi à la capacité de déplacement de l’espèce (Pichon 2004). En Malaisie, la présence de ce ravageur est due à une introduction de variétés de choux originaires de Chine, d’Inde et d’Europe (Ooi 1986). En dehors d’une propagation liée à celle des plantes hôtes, P. xylostella est un très grand migrateur, capable de franchir plus de 3000 km d’une traite à l’aide des vents, traversant ainsi de grandes étendues marines (Chu 1986). Ceci explique qu’on la retrouve régulièrement au Canada ou au nord du Japon (Hokkaido), où elle ne peut survivre en hiver mais où les vents du sud la ramènent tous les printemps (Harcourt 1957 ; Smith & Sears 1982 ; Honda 1992 ; Honda et al.1992).

Biologie

Morphologie et Ethologie 

L’adulte

L’adulte est un papillon brunâtre de 15 mm d’envergure. Les ailes antérieures sont allongées, étroites, arrondies à l’apex et de couleur jaune brun ponctué de taches plus foncées. Leur bord postérieur est frangé. Les ailes postérieures sont beaucoup plus courtes, lancéolées, aigues, d’une couleur gris foncé, très longuement frangées. La tête est rougeâtre ; et les antennes striées de noires et de blancs sont dirigées vers l’avant (Balachowsky 1966). Chez le mâle, il existe un contraste prononcé entre le jaune du centre des ailes antérieures et le brun de leur extrémité (Dommee 1999).

En position de repos, les ailes se joignent en forme de toit et se caractérisent par une bande longitudinale blanche et ondulée sur le dos (Balachowsky 1966). Les adultes, nectarivores, présentent une activité de vol plus intense au couché du soleil (Harcourt 1986).

L’œuf

L’œuf est de forme ovale assez allongé, de petite taille et aplatie sur la face qui est en contact avec la feuille (Talekar & Shelton 1993). Il mesure environ 0,5mm x 0,25mm. Sa coloration est jaune pâle et devient plus sombre à l’approche de l’éclosion. En laboratoire, les œufs, pour la plupart, sont déposés sur la face supérieure des feuilles (Chua & Lim 1979), alors que dans la nature, ils sont majoritairement répartis sur la face inférieure (Robertson 1939 ; Balachowsky 1966). La durée de l’incubation dépend de la température (Balachowsky 1966 ; Talekar & Shelton 1993).

La chenille 

Le développement des chenilles passe par quatre stades larvaires (Robertson 1939 ; Talekar & Shelton 1993). La durée des quatre stades larvaires varie en fonction de la température (Bhala & Dubey 1986 ; Sarrthoy et al. 1989).

Stade 1 : Après l’éclosion, la chenille reste mineuse durant le premier stade. La larve néonate est claire peu mobile, très petite (inférieur à 1mm), s’enfonce dans l’épiderme foliaire où elle creuse une galerie allongée (Bourdouxhe 1982). Dans les tissus mésophylles de la feuille, elle laisse apparaître des virgules blanches (Talekar & Shelton 1993). Le stade L1 dure 3 à 4 jours (Birot 1998).

Stade 2 : Après la première mue, la chenille mesure 2 à 2,5 mm de long. Elle est reconnaissable par sa capsule céphalique noire (Talekar & Shelton 1993). A ce stade la larve quitte la galerie pour vivre à l’extérieur surtout à la face inférieure de la feuille de la plante hôte. Elle se nourrit alors du limbe en ne laissant qu’un seul épiderme. Il apparaît ainsi dans la feuille des plages translucides appelées fenêtres (Talekar & Shelton 1993).

Stade 3 : La chenille est de couleur verte foncé. Elle présente une capsule céphalique beige. Ce stade larvaire s’étend sur deux jours selon Birot (1998). Elle provoque d’importants dégâts sur les cultures de Brassicacées.

Stade 4 : Ce dernier stade larvaire dure 3 à 4 jours à 25°C. Sa coloration est vert pâle tirant sur le grisâtre. La chenille L4 est de forme allongée (11 à 12 mm de long), amincie aux extrémités. Elle possède une large capsule céphalique beige.

Un dimorphisme sexuel est observable à ce stade larvaire. Ainsi, les chenilles qui donneront des mâles présentent une tâche blanche sur la face dorsale visible par transparence. Elle correspond aux gonades mâles ou testicules (Ngouembe 1990 ; Lui & Tabashnik 1997). A la fin du dernier stade larvaire la chenille tisse un cocon autour d’elle (Talekar & Shelton 1993).

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
CHAPITRE 1 SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. Le ravageur : Plutella xylostella (L.)
1. Systématique
2. Origine et répartition géographique
3. Migrations
4. Biologie
4.1 .Morphologie et Ethologie
4.2. Cycle de développement
4.3. La diapause
4.4. L’accouplement et la ponte
5. Symptômes et Dégâts
6. Impact des facteurs environnementaux
7. Plantes hôtes
II. Lutte contre Plutella xylostella
1. Lutte chimique
1.1. Utilisation des insecticides chimiques
1.2. Résistance
2. Lutte biologique
2.1. Utilisation de parasitoïdes
2.2. Utilisation de micro-organismes entomopathogènes
2.3. Utilisation de prédateurs
3. Utilisation des phéromones sexuelles
4. Lutte culturale
5. Lutte intégrée
III. Les insectes parasitoïdes
1. Le parasitoïdisme
2. Caractéristiques biologiques des parasitoïdes
3. Relations hôte-parasitoide
4. Biotaxonomie de quelques parasitoïdes de P. xylostella
4.1. Oomyzus sokolowskii
4.2. Cotesia plutellae
4.3. Apanteles litae
CHAPITRE 2 INTERRELATIONS ENTRE LA « TEIGNE DES CRUCIFERES », LES FACTEURS CLIMATIQUES, LES ENNEMIS NATURELS ET LA PLANTE HOTE
Article 1
Relationships between the diamondback moth, climatic factors, cabbage crops and natural
enemies in a tropical area
Résumé
Abstract
Introduction
Material and Methods
Results
Discussion
Conclusion
References
CHAPITRE 3 IMPACT DES ENTOMOPHAGES: EXEMPLE D’OOMYZUS SOKOLOWSKII KURDJUMOV (HYMENOPTERA : EULOPHIDAE)
Article 2
Life history traits of Oomyzus sokolowskii Kurdjumov (Hymenoptera: Eulophidae), a
parasitoid of the diamondback moth
Résumé
Abstract
Introduction
Material and Methods
Results
Discussion
References
Article 3
Performance of the parasitoid Oomyzus sokolowskii (Hymenoptera: Eulophidae) on its host
Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae) under laboratory conditions
Résumé
Abstract
Introduction
Materials and Methods
Results
Discussion
Conclusion
References
CONCLUSION GENERALE

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